مدیریت خروس ها در گله مادر
وظیفه خروس، تولید اسپرم و تلقیح مرغ است. اسپرم سازی از زمان بلوغ جنسی آغاز می شود. پس از آن، وزن بیضه ها افزایش می یابد، به گونه ای که در خروس های بزرگسال وزن بیضه ها به 10 برابر می رسد. دامنه پراکنش برای حجم منی خروس 08/0 تا 9/0 سی سی و برای غلظت اسپرم در منی، 5/3 تا 8 بیلیون گزارش شده است (اتچز1، 1380).
رشد اولین ویژگی مورد نظر در گله های گوشتی بوده و انتخاب ژنتیکی نیز در درجه اول بر همین اساس صورت می گیرد که نتیجه آن با بروز بلوغ جنسی زودرس ولی با عدم رشد کافی غدد جنسی در گله های مادر توام شده است. بعبارت دیگر، بروز بلوغ جنسی در گله های تولیدی گوشتی امروزی به معنای رشد کامل غدد جنسی نیز نمی باشد. برای حل این مشکل، علاوه بر برنامه روشنایی مناسب، حرارت و تهویه سالن نیز که نقش اساسی دارند طوری باید تنظیم شوند تا گله همزمان با رسیدن به بلوغ جنسی، غدد جنسی آن نیز رشد کامل کرده باشد (محمودزاده، 1380).
عوامل گوناگونی مانند نژاد (سولر و همکاران2، 1965)، وزن بدن (هاریس و همکاران3، 1984)، سن (سرولینی و همکاران4، 1997)، فصل، نور و دما (باجپای5، 1963)، تغذیه (سکستون و رندن6، 1988) و سیستم نگهداری (فرید و همکاران7، 1987) بر تولید مثل و باروری خروس تاثیر می گذارند. آگاهی از تغییرات طبیعی فراسنجه های تولید مثلی خروس، برای تشخیص مشکلات باروری در گله و بکارگیری فناوری هایی مانند تلقیح مصنوعی، بهبود باروری، بهنژادی و تولید ضروری است.
بیشتر پرندگان تولید مثل فصلی دارند و در عرضهای معتدل و شمالی، تحت تاثیر افزایش طول روز، تولید مثل می کنند. اما پرندگان اهلی مانند بوقلمون، غاز و اردک در تمام طول سال توانایی تولید مثلی خود را حفظ می کنند. میزان تولید منی این پرندگان در فصلهای مختلف، متفاوت است و به عواملی مانند موقعیت جغرافیایی و نژاد یا سویه بستگی دارد (فرومان و کیربای8، 2000).
هزینه و نیاز به دقت بالا برای اجرای یک برنامه کارآمد تلقیح مصنوعی، از کاربرد گسترده آن در ماکیان جلوگیری کرده است. کارایی این روش را می توان با رقیق کردن و نگهداری دراز مدت منی، افزایش داد. حفظ توان لقاح اسپرم پرندگان اهلی تا مدت 48 ساعت، به اکسیژن، مایع رقیق کنندهای که فروکتوز یا گلوکز برای تولید ATP داشته باشد، توان بافری بسنده برای حفظ pH و دمای 5 تا 7 درجه سانتی گراد نیازمند است (اتچز، 1380).
استفاده از رقیق کننده های مناسب و میزان رقیق کردن منی می تواند اصلاح گران طیور را در پیشبرد برنامه های بهنژادی یاری نماید. این امر به ویژه در کشور ما می تواند مورد توجه واقع شود. استفاده از رقیقکنندههای مناسب باعث کاهش هزینه تلقیح مصنوعی شده (ساردسای9، 1992)، علاوه بر آن در یک رقیقکننده مناسب از موادی استفاده میشود که هم انرژی مورد نیاز اسپرم را تامین کرده و هم باعث محافظت از آن شوند (هاشمی، 1370). در ترکیب رقیقکنندهها، معمولاً از موادی استفاده می شود که در نتیجه آنالیز منی خروس و بوقلمون بدست آمده اند. با استفاده از رقیقکنندههای مناسب می توان بدون افزایش تعداد اسپرم، از دزهای بیشتری درتلقیح استفاده نموده و ضمن افزایش تعداد نتاج شجره دار روند برنامه های ژنتیکی را تسریع بخشید (مدرسی و همکاران، 1390).
ترکیب های مورد نیاز برای رقیق کننده های منی با توجه به آزمایش های ابتدایی، تفسیر و تعمیم داده ها ی موجود در باره ی منی پستانداران، ویژگی های بافرها و توان آنها برای حفظ pH سلول هایی که از نظر متابولیکی فعال هستند و ترکیب های منی خروس و بوقلمون نر، به دست آمده است. وجود غلظت زیاد گلوتامات و غظت اندک کلراید در مایع منی پرندگان اهلی، موجب شده است که غلظت های همانندی از آنها را در برخی از رقیقکنندهها، بکار گیرند. افزودن گلوتامات و کلراید در رقیقکنندهها، موجب باروری میشود. به این دلیل که اسپرمهای ماکیان و بوقلمون، میتوانند از گلوکز و فروکتوز به عنوان منبع انرژی استفاده کنند، یکی از این دو ترکیب را به رقیقکنندهها میافزایند. بافرهایی مانند TESو BES و نمکهای فسفات که pH را در دامنهی 8/6 تا5/7، حفظ میکنند، به بیشتر رقیقکنندههای متداول، افزوده میشود (اتچز، 1380).
یکی از دشواریهای پرورش صنعتی پرندگان اهلی، ناتوانی در نگهداری طولانی مدت منی است. نگهداری منی پرندگان به شکل مایع یا یخ زده معمولا باعث کاهش برگشت ناپذیر جنبایی و تغییرات مورفولوژیکی اسپرم میشود که کاهش باروری را در پی خواهد داشت (دونوگو و ویشارت10، 2000). نگهداری منی به این شکل پیشینهای درازمدت دارد. نخستین گزارش از نگهداری اسپرم خروس به شکل یخ زده در سال 1978 منتشر شد (لیک و استوارت11، 1978) و تاکنون پژوهشهای فراوانی برای بهبود بازدهی این فناوری انجام شده است.
دستگاه تولید مثل در طیور از چند نظر با سایر دام هاى اهلى متفاوت است:
اول اینکه، عمل این دستگاه در طیور سریع تر از دام ها است و مورد دوم اینکه، جنین در خارج از بدن مادر رشد مى کند و هیچ گونه رابطه اى از نظر تغذیهای بین مادر و جنین وجود ندارد، و همچنین در ابتدای شروع زندگی، غذا توسط مادر تهیه نمى شود. در حالى که در دام هاى دیگر جنین مستقیماً توسط مادر تغذیه شده و در ابتدای زندگى نوزاد مستقیماً توسط مادر تغذیه میشود.
طیور اهلى و سایر پرندگان غذائى را که براى رشد جنین لازم است در زمان بسیار کمى بعد از اینکه نطفه تشکیل گردید تهیه مى نماید. جنین در طى رشد مستقیماً از مواد غذائى داخل تخم مرغ و جوجه در روزهاى اول زندگى خود از مواد ذخیره اى که در بدن او قرار دارد تغذیه مى کند. از طرفى وقتى که تخم مرغ نطفه دار توسط مرغ گذارده شد مواد غذائى ذخیره براى جنین ثابت است مگر اینکه بعضى عوامل فیزیکى یا محیطى این امر را تغییر دهد. بدین ترتیب نقش جیره غذائى در تولید مثل روشن مى شود (محمودزاده، 1380).
کمبود بعضى از نمکهای معدنی و ویتامین ها سبب کاهش کیفیت و کمیت اسپرم خروس مى شود، در این مورد کمبود ویتامین A و E بیشتر از بقیه موثر است (فرومان و کیربای12، 2000). آزمایش هاى انجام شده نشان داده است که خروس ها محرومیت و یا کمبود ویتامین A و E را مى توانند به مدت طولانى تحمل کنند ولى این امر ممکن است در نهایت منجر به عقیمى آنها گردد. همچنین کیفیت پروتئین ها نیز در فعالیت جنسى خروس ها موثر است. خروس هائى که تنها با پروتئین هاى گیاهى تغذیه مى شوند کمتر جفتگیرى مى کنند تا آنهائى که در جیره غذائى خود مقدارى پروتئین حیوانى وجود دارد (اتچز، 1380). طبق مطالعات بعضى ایستگاه هاى تحقیقاتى خروس هائى که با بعضى مواد سیلو شده تغذیه شده اند تولید اسپرم در آنها افزایش یافته است.
به طورکلى جیره غذائى از سه راه در تولیدمثل طیور موثر واقع مى شود:
۱. تاثیر در دستگاه تولید اسپرم (بیضه ها)؛ در نتیجه کیفیت و کمیت اسپرم بهتر مى شود و مى تواند تعداد بیشترى تخم مرغ را نطفه دار کند.
۲. تاثیر در دستگاه تولید تخم مرغ؛ مواد غذائى ممکن است در دستگاه تولید مثل مرغ اثر کند و مرغ را وادار به گذاردن تعداد بیشترى تخم مرغ نماید.
۳. ممکن است مواد غذائى در ترکیبات تخم مرغ مانند املاح و ویتامین ها اثر کند. واضح است که این امر در ویژگی جوجه درآورى تخم مرغ موثر خواهد بود (سکستون و رندن13، 1988).
پژوهشهای اخیر نشان میدهد که ترکیبات لیپیدی و اسیدهای چرب اسپرم ممکن است نقش مهمی در باروری داشته باشند. بخش بیشتر فسفولیپیدهای اسپرم ماکیان، از اسیدهای چرب سیرنشده، تشکیل شده است (سورای و همکاران14، 1998؛ سرولینی و همکاران15، 1997). در پرندگان، وجود مقدار فراوان اسیدهای چرب سیرنشده مانند آراکیدونیک اسید و دوکوزا تترا انوییک اسید شرایط مناسبی را برای پیوند ویتامین E به غشا و در نتیجه حفاظت آن در برابر پراکسیداسیون ایجاد میکند، به گونهای که خوراندن ویتامین E به پرنده منجر به افزایش غلظت این ویتامین در غشای اسپرم و پلاسمای منی و نیز کاهش نرخ پراکسیداسیون میشود (سورای و همکاران16، 2000). روش دیگر برای کاهش نرخ پراکسیداسیون لیپیدهای غشای اسپرم افزودن این ویتامین به منی است (سرولینی و همکاران17، 2006).
عوامل موثر مربوط به باروری خروس در پرورش گله مادر
1- نور: غده هیپوفیز بر اثر نور و روشنایی تحریک شده، هورمون لازم (تستوسترون) را ترشح و قدرت تولید اسپرم را در خروس افزایش داده و در نهایت باعث افزایش قدرت باروری در خروس میگردد. طبق آزمایشهای انجام شده برای تغذیه بهتر و تولید بیشتر در گلههای مادر در شبانه روز احتیاج به 15 تا 16 ساعت روشنایی میباشد. (اتچز، 1380).
2- وراثت: نطفهداری فاکتوری ارثی نیز میباشد زیرا بعضی از نژادها تخممرغهای بارور بیشتری تولید میکنند و یا در بعضی مرغ و خروسها، جنینهای تولید شده توانایی بیشتری در زنده ماندن از خود نشان میدهند. محققین دریافتند که خاصیت نطفهداری در نژادهای مشخصی، کمتر از نژادهای دیگر است و آزمایشها نشان داده است که با عمل تلقیح مصنوعی میتوان این عیب را در نژاد مزبور، برطرف ساخت.
3- دما: گرما و سرمای شدید در تمایلات جنسی خروس تاثیر منفی گذاشته و به همین دلیل باید در مناطق گرمسیر و سردسیر، حرارت مناسب را برای خروس ایجاد نمود، تا از اثرات نامطلوب بر روی نطفه داری تخممرغ جلوگیری شود. حرارت مناسب برای پرورش گلههای مادر بین 24-18 درجه میباشد معمولاً در مناطق بسیار سرد و گرم باید تعداد خروسها را افزایش داد تا این مشکل رفع گردد. در مناطق سردسیر چنانچه تاج خروس یخ بزند، باعث کاهش فعالیت جنسی میشود. البته این امر در نژادهایی که تاج بزرگ دارند بیشتر مشاهده میشود.
4- سلامتی: اگر از تعداد بیماریهایی که از طریق تخم مرغ منتقل میشود، آگاهی یابیم آن گاه اهمیت استفاده از گلههای مادر سالم و عاری از هر گونه بیماری و آلودگی روشن خواهد شد. خروسهای مورد استفاده در گلهی مادر باید از سلامتی کامل و وضعیت جسمانی مطلوب برخوردار بوده و از تغذیه مناسب بهرهمند باشند.
5- تغذیه: کمبود ویتامین و مواد معدنی یا پروتئینی در نطفهداری تخم مرغ بسیار موثر است. وجود مقادیر کافی ویتامین A باعث افزایش جوجهدهی و کمبود ویتامین E وD سبب تلفات جنین در طول رشد میشود. پروتئین لازم در تغذیهی گلههای مادر، حداکثر 14 تا 15 درصد میباشد.
6- سن: جهت جلوگیری از کاهش درصد نطفه داری در گله باید از خروسهای مطلوب استفاده نمود. چنانچه خروسها در گله بسیار جوان یا پیر باشند درصد جوجهدهی کاهش پیدا میکند. خروسها بسته به نژاد و عوامل محیطی بین 5 تا 7 ماهگی قدرت تولید اسپرم را پیدا میکند که معمولاً در سال اول از قدرت باروری بالایی برخوردار هستند که به مرور زمان از آن کاسته میشود. (اتچز، 1380).
ویژگی های تولید مثلی پرندگان
طیور پرورشی (مرغ، بوقلمون، مرغ گینه ای، اردک پکین و مسکوی، غاز و بلدرچین) گونه هایی تخم گذار هستند. پرندگان با سایر گونه های تخم گذار، همانند ماهی ها، تفاوت دارند چرا که لقاح داخلی در آنها انجام می شود. علاوه بر این، آنها خونگرم بوده و بیضه ها در داخل محوطه شکمی قرار دارند. بنابراین، فرآیند باروری و لقاح نزدیک به دمای بدن رخ می دهد که حدود 41 تا 43 درجه سانتی گراد است. این دما بالاتر از مقادیری است که برای بسیاری از موجودات خونگرم پیشنهاد شده است. فرآیند اسپرماتوژنسیز فرایندی سریع است (2 روز در خروس) که با یک زمان کوتاه بلوغ گامت در لوله دفران (1 تا 3 روز در خروس) قبل از انزال تکمیل شده و آماده ورود به دستگاه تناسلی ماده به صورت جفتگیری طبیعی یا تلقیح مصنوعی می باشد. مرفولوژی اسپرم انزال شده پرندگان به این صورت است که در قسمت سر سیلندری نازک با قطر حداکثر mμ 5/1 داشته و بخش میانی حدود mμ 5/1 طول دارد که شامل یک تاژک بسیار بلند است (mμ 90). اسپرم پرندگان تمام بخشهای تعریف شده گامت نر را در خود دارد که شامل آکروزوم، هسته و قطعه میانی با 20- 30 میتوکندری است.
مایع انزال شده حاوی مقادیر متنابهی اسپرم است (910×10-2) و حجم کمی دارد (50 تا 500 mμ) که در نهایت حدود 910×2 اسپرم به ازای هر انزال در خروس و بوقلمون بدست می آید. یک خصوصیت بیولوژیکی اسپرم پرندگان پرورشی، ماندگاری طولانی مدت آنها در غدد رحم- واژن18 جنس ماده است (حدود 3 هفته در مرغ، 2 ماه در بوقلمون). اسپرم ها روزانه از محل ترشح شده تا به قسمت بالایی اویداکت که محل لقاح است، حرکت می کنند. پیش از لقاح واکنش آکروزومی اسپرم انجام شده و گامت های نر زیادی به داخل تخمک نفوذ می کنند (پلی اسپرمیا). هر چند، تنها یک پرونوکلوئی نر با پرونوکلئوس ماده برای تشکیل نطفه آمیخته می شود.
این سیستم تولید مثلی بسیار کارآمد است چرا که با یک انزال می توان حدود 20 تخم را در مرغ بارور نمود.
اسیدهای چرب و باروری طیور
اهمیت مصرف گوشت مرغ در بسیاری از جوامع ثابت شده و عمده ترین منبع تامین گوشت سفید می باشد. لذا تمرکز بسیاری از محققین بر بهبود شرایط تولید مثلی و افزایش عملکرد این پرنده صنعتی می باشد. در حقیقت، توجه به لیپید اسپرم از آنجا ناشی می شود که اسیدهای چرب منبع انرژی برای متابولیسم اسپرماتوزوآ هستند. در حال حاضر، به خوبی مشخص شده است که لیپیدها نه تنها به عنوان منبع انرژی مطرح هستند (اسکات، 1973) بلکه در تمام اتفاقات و رخدادهای اصلی که منجر به باروری می شود، دخالت دارند.
در زمینه اسپرم پستانداران مطالعات بسیاری انجام شده و نقش بیوشیمیایی و عملگر بودن لیپیدها در باروری تائید شده است. ترکیب لیپیدها در ظرفیت پذیری19 و واکنش آکروزومی؛ خصوصیات بخش fusigenic و غشای پلاسمایی اسپرم (بیرر و فرند20، 1982) نقش دارند. همچنین عمده ترین اسید چرب سیر نشده فسفولیپید اسپرم (C22:6 n-3; DHA) نیز به صورت مستقیم در تحرک اسپرم انسان و غلظت و تحرک اسپرم خوک نقش دارد. پیشنهاد شده است که اسیدهای چرب سیر نشده اسپرم انسان به عنوان شاخص هایی برای تشخیص ناهنجاری های ناباروری مناسب هستند (سرولینی و همکاران، 2002).
لیپیدهای غشایی اسپرم پرندگان همانند سایر گونه ها حاوی مقدار زیادی اسیدهای چرب بلند زنجیر با چند پیوند دوگانه (PUFA) است. خصوصیت منحصر به فرد اسپرم پرندگان، وجود مقادیرکم امگا-3 و در مقابل مقادیر قابل توجه امگا 6 است (نسبت امگا-3 به امگا-6، 04/0 تا 2/0 بسته به گونه). لیپیدهای موجود در اسپرم و مایع منی هر یک نقشهای متفاوتی را در باروری ایفا می کنند. میزان کل چربی مایع منی خروس بین 43/0 تا 9/0 میلی گرم در 109 اسپرم و 14/0 تا 49/1 میلی گرم در هر میلی لیتر پلاسمای منی می باشد. در حال حاضر، فسفولیپیدها بهترین گروه چربی های موجود در اسپرم و مایع منی بوده و حدود 60 تا 70 درصد کل لیپیدهای اسپرم خروس و بوقلمون و درصد پلاسمای منی خروس را شامل می شود. فسفاتیدیل کولین و فسفاتیدیل اتانول امین به طور طبیعی مهمترین فسفولیپیدهای شناخته شده بوده و دامنه ای از سایر گروه ها مثل فسفاتیدیل سرین و اسفنگومیلین ها هم تشخیص داده شده اند. همانطور که اشاره شد، مشخصه اسپرم گونه های مختلف پرندگان غلظت بالای اسیدهای چرب امگا-6 است، که عمدتاً شامل آراشیدونیک اسید و دکوزاتتراانوئیک اسید هستند. همچنین، سهم برخی گروه های فسفولیپیدی در باروری بیشتر است. (محمودزاده، 1380).
اسید دکوزاتترانوئیک (c22:4 n-6, DTA) به عنوان بهترین اسید چرب فعال فسفولیپید اسپرم بوده و همبستگی مثبتی با نسبت اسپرم های متحرک، حرکت پیش رونده اسپرم و باروری دارد. همچنین، اسید آراشیدونیک نیز سهم زیادی در باروری اسپرم دارد. از نظر تفاوت گونه ای نیز می توان به حضور چشمگیر اسیدهای چرب امگا-9 در اسپرم بوقلمون اشاره نمود. مطالعاتی جهت بررسی این حقیقت انجام شده که سهم کم اسیدهای چرب امگا-3 و غلظت بالای گروه امگا در اسپرم پرندگان که در اغلب موارد با غلظت بالای امگا-9 نیز همراه است، از کمبود اسیدهای چرب در جیره پرندگان است منشا می گیرد و یا اینکه از ویژگی های اختصاصی هر یک از گونه هاست. هر چند در مطالعات انجام شده با پرندگان، افزایش میزان اسیدهای چرب امگا-3 جیره، کیفیت اسپرم را بهبود داده، اما به نظر میرسد در گونه هایی مانند پنگوئن با وجود مصرف مقادیر زیاد ماهی در جیره غذایی باز هم اسیدهای چرب امگا-6 غالب بودند.
راندمان تولید مثل موجودات نر در گونه های مختلف بستگی به عوامل داخلی (ژنتیکی و فیزیولوژیکی) و فاکتورهای محیطی (ارتباط با سایر حیوانات، فتوپریود یا طول دوره روشنایی، دمای هوا و رژیم غذایی) دارد. رژیم غذایی بسیار مهم است چرا که کمبود بسیاری از مواد مغذی بر تولید مثل موثر هستند. اسیدهای چرب امگا-6 و امگا-3 توسط مهره داران، سنتز نمی شوند و بایستی از طریق جیره به شکل پیش سازهای اسید لینولنیک (C18:3n-3) و اسید لینولنیک (C18:2 n-6) و یا از مشتقات بلند زنجیر آنها که در بافت های حیوانی یافت می شوند (20- 22 کربن، 4 باند دوگانه)، تامین شوند (کوک21، 1996). این اسیدهای چرب بلند زنجیر ترکیبات ضروری در غشاء تمام سلول ها بوده و سازنده بسیاری از مولکول های فعال مثل ایکوزانوئیدها هستند (ساردسای، 1992). اسیدهای چرب به شکل ویژه ای، در فسفولیپیدهای غشای اسپرم یافت شده و این اعتقاد وجود دارد که به طور فعال در سیالیت غشاء، تنظیم حرکات سلولی، متابولیسم چربی و پتانسیل انتشار دخیل هستند (استوبز و اسمیت22، 1984). علاوه بر این، اسیدهای چرب بسیار بلند زنجیر (24- 26 کربنه) در سلولهای جنسی (زاینده) پستانداران یافت می شوند (گروگان و هاث23، 1983).
در بسیاری از پستانداران، غلظت بالایی از اسیدهای چرب بلند زنجیر امگا-3، خصوصا C22:6 n-3 در اسپرم، مغز و شبکیه چشم به طور اختصاصی دیده می شود (پولوس و همکاران24، 1983). این موضوع در مغز و شبکیه چشم طیور پرورشی و صنعتی نیز مصداق دارد ( اندرسون و همکاران، 1983)؛ اما در مورد اسپرم، وضعیت آنها به شکل متفاوتی بوده و غلظت اسیدهای چرب امگا-6 در آن بالاست.
اسیدهای چرب اسپرم در پرندگان پرورشی
در مقایسه با سایر گونه ها ترکیب لیپیدی اسپرم پرندگان پرورشی کمتر مورد بررسی قرار گرفته است (13-15 و 19-21). فسفولیپیدها (70- 80 درصد کل لیپیدها) و کلسترول (حدود 20 درصد) سازنده لیپیدهای غشاء اسپرم در پرندگان پرورشی هستند. اکثر آنها در غشاء پلاسمایی یافت می شوند، اما غشاء میتوکندری و هسته نیز ارتباط زیادی با لیپیدهای اسپرم دارند. فقدان و یا کمبود تری اسیل گلیسرول یا تری گلیسیرید در راستای عدم وجود ذخایر (داخل سیتوپلاسمی) در گامت هاست.
همانند بسیاری از مهره داران، عمده ترین فسفولیپید در اسپرم پرندگان؛ فسفاتیدیل کولین و فسفاتیدیل اتانول امین است. اکثر اسیدهای چرب اسپرم (جدول 1-2) سیر نشده است (65-70 درصد کل اسیدهای چرب). این درجه بالای سیرنشدگی قابل مقایسه با اطلاعات منتشر شده برای ماهی قزلآلای رنگینکمان است و بسیار بیشتر از سطوح گزارش شده در تیلاپیا (نوعی ماهی) و بسیاری از گونه های پستانداران از جمله انسان می باشد (پولوس و همکاران، 1973).
جدول 1-2: ترکیب اسیدهای چرب اسپرم پرندگان پرورشی
اسیدهای چرب (%)
خروس
بوقلمون
مرغگینهای
اردک
غاز
C14:0
5/0>
5/0>
6/0
6/0
9/0
C14:1
5/0>
5/0>
5/0>
8/0>
5/0>
C16:0
5/9
4/12
5/12
5/21
17
C17:1
5/0>
5/0
9/0
5/0>
1/1
C18:0
1/19
7/17
8/15
5/11
4/15
C18:1n-9
4/11
7/7
1/9
9/5
7/13
C18:1n-7
1/2
5/2
1/2
1/2
1/2
C18:2n-6
6/2
6/4
8/3
8/3
7/5
C20:0
3/1
2/1
8/3
1/1
7/1
C20:1n-9
6/3
2/9
2/1
7/0
1/1
C20:2n-6
5/1
4
3/3
6/1
9/3
C20:3n-6
6/1
9/0
5/0>
1
5/0>
C20:3n-9
5/0>
7/2
1
5/0>
9/0
C20:4n-6
7/11
4/9
8/15
9/18
3/13
C22:1n-9
5/0
2/1
7/0
5/0>
5/0>
C22:3n-9
8/3
2/9
3/4
6/0
4/1
C22:4n-6
9/27
6/12
4/19
9/19
5/17
C22:5n-3
5/0>
7/0
5/0>
6/0
5/0>
C226n-3
1/2
7/2
7/1
8
8/2
اسید های چرب سیرشده
9/29
3/31
6/35
2/35
35
اسیدها چرب سیر نشده
1/70
7/68
6/64
8/64
65
اسیدهای جرب بلند زنجیر با یک پیوند دوگانه
1/17
6/20
14
5/9
9/16
اسیدهای چرب بلند زنجیر با چند باند دوگانه
53
1/48
50
55
1/48
امگا-9
8/3
10
6
1
3/2
امگا-6
7/43
6/30
3/42
4/45
4/40
امگا-3
6/2
4/3
7/1
6/8
2/3
امگا3: امگا6
05/0
1/0
04/0
2/0
09/0
بخش عمده اسیدهای چرب سیر نشده پرندگان پرورشی PUFA هستند که در بین آنها اسیدهای چرب امگا-6 مثل 20:4 n-6 و c22:4 n-6 غالب هستند. این موضوع موید یک سیستم فعال و کارا از آنزیم های دسچوراز و الانگاز است که با استفاده از اسید لینولئیک (C18:2)، به عنوان پیش سازهای امگا-6 فراهم شده توسط جیره، فعالیت می کند. اما اسیدهای چربی مثل C22:5 n-6 که بسیار سیرنشده هستند در اسپرم پرندگان تشخیص داده نشدهاند، در حالیکه این اسید چرب در گونه های پستانداران و ماهی وجود داشته و به عنوان عمده ترین اسید چرب 2 کربنه در سلولهای جنسی نر جوندگان نیز شناخته شده است (رترسول و همکاران25، 2000). بنابراین، به نظر می رسد محدودیت فعالیت آنزیم های دسچوراز و الانگاز در پرندگان وجود دارد و یا رقابتی بین اسیدهای چرب امگا-3 و امگا-9 برای این آنزیم ها اتفاق می افتد.
جدول 2-2- مقایسه گروه های مختلف اسید چرب اسپرم ماهی، خروس و نخستیان
اسیدهایچرب (%)
قزل آلای رنگین کمان
ماهی تیلاپیا
خروس
میمون رسوس
انسان
سیرشده
9/30
7/52
30
4/38
5/59
سیر نشده
69
3/47
1/70
5/61
5/40
MUFA(3)
3/16
2/11
1/17
5/15
5/16
امگا-9 PUFA
–
–
8/3
–
–
امگا-6 PUFA
5/24
5/32
7/46
19
4/9
امگا-3 PUFA
6/27
6/3
4/2
1/25
6/14
نسبت امگا-3: امگا-6
6/3
36/0
05/0
3/1
5/1
بر خلاف بسیاری از پستانداران، به استثنای جوندگان، سهم اسیدهای چرب امگا-3 در اسپرم پرندگان پرورشی بسیار کم با تنوع زیاد است و وابسته به گونه است؛ برای مثال اسپرم اردک های ماسکووی در مقایسه با خروس نسبت امگا-3: امگا-6 بالایی دارد (2/0 در مقابل 05/0). این تفاوت ناشی از تفاوت نسبت امگا-3: امگا-6 جیره ای نیست (نسبت n-3: n-6 در جیره اردک 13/0 در مقابل 09/0 در جیره خروس ها). بنابراین می توان این نسبت را به عنوان یکی از مشخصات ویژه هر گونه در نظر گرفت.
به هر حال، نسبت بسیار کم امگا-3 به امگا-6 یک ویژگی گامت های پرندگان پرورشی در مقایسه با سایر گونه های مهره داران است. از نقطه نظر کلی، ماهی و پستانداران گوشتخوار و همچنین بسیاری از دیگر پستانداران، اسپرمی تولید می کنند که در مقایسه با امگا 6، غنی از امگا-3 می باشد (لین و همکاران26، 1993)، که احتمالاً در ارتباط با احتیاجات متابولیکی و همچنین فیزیولوژی بدن آنهاست. در مقابل، اسیدهای چرب اسپرم ماهی های گیاهخوار (برای مثال تیلاپیا) و جوندگان، غنی از امگا-6 است. در حقیقت، نسبت امگا-3 به امگا-6 در اسپرم پرندگان پرورشی حتی پائین تر از این مقادیر است.
این دیدگاه کلی وجود دارد که اسیدهای چرب امگا-9 در زمانی افزایش می یابند که کمبود اسیدهای چرب ضروری مثل امگا-3 وجود داشته باشد. این موضوع مطابق با گزارشات موجود در خصوص اسپرم اردک ماسکووی است؛ چرا که اسپرم این پرنده حاوی مقادیر زیادی امگا-3 بوده (6/8%) و تنها مقادیر کمی اسیدهای چرب امگا-9 در آن وجود دارد (یک درصد). اما زمانی که پرندگان با سایر گونه ها مقایسه می شوند، رابطه بین کمبود امگا-3 و افزایش درصد اسیدهای چرب امگا-9 در اسپرم دچار ابهام می شود؛ برای مثال، نه تنها درصد کمی اسیدهای چرب امگا-3 در اسپرم تیلاپیا یافت می شود بلکه اسیدهای چرب امگا-9 نیز در این گونه قابل تفکیک و تشخیص نیستند. (رترسول و همکاران27، 2000).
این موضوع که ویژگی اسیدهای چرب اسپرم پرندگان پرورشی؛ یعنی کمبود نسبت امگا-3 به امگا-6 و سهم زیاد اسیدهای چرب بلند زنجیر امگا-9، خصوصاً C22:3 n-9؛ ناشی از کمبودهای تغذیهای است و یا واقعاً خصوصیت و ویژگی گونه محسوب میشود، هنوز سوال برانگیز است.
اثرات تغییر اسیدهای چرب جیره بر اسپرم خروس
جیره بر ترکیب اسیدهای چرب غشاء اسپرم خروس موثر است. محققین گزارش نموده اند که اسیدهای چرب جیره بر ترکیب اسیدهای چرب بافتها در تمامی گونه ها تاثیر می گذارد. اما، اثرات تغییرات جیره ای معمولاً در طی تکثیر سلولی، رشد و تمایز تاثیربیشتری دارند که این تاثیر وابسته به سن است.
برای مثال، رشد و تمایز مغز در جوجه خیلی زود رخ می دهد و حساسیت مغز بسیار بالاست. در یک مطالعه روی جوجه هایی که تازه ازتخم خارج شده بودند و جیره غذایی مادر با امگا-3 مکمل شده بودند این موضوع نشان داده شد (اندرسون و همکاران، 1989). در مقابل، اسپرماتوژنسیز در موجودات نر بالغ اتفاق می افتد و یک فرایند دائمی پس از ورود به دوره باروری بوده و بنابراین نیازمند تداوم رفع احتیاجات خاص تغذیه ای در این دوران می باشد.
اقلام عمده جیره پرندگان پرورشی شامل ذرت و کنجاله سویا و در مواردی گندم است و از منابع چربی به طور محدود استفاده می شود. محتوی چربی چنین جیره هایی کم است (6-7 درصد) و همچنین PUFA در آنها ناچیز است. مشخصه الگوی اسیدهای چرب این نوع جیره های غذایی، میزان بالای اسیدهای چرب امگا-9 و امگا-6 در بین PUFA و در نتیجه نسبت پائین امگا-3 به امگا-6 است. (رترسول و همکاران، 2000).
اثرات PUFA جیره بر عملکرد بیولوژیکی اسپرم پرندگان
عمده اسیدهای چرب غشاء اسپرم فسفولیپیدها بوده و دیر زمانی است که محققین بر اثرات عمده آنها در عملکرد بیولوژیکی گامت صحه گذاشته اند (31). اسپرم سلولی تاژک دار است و حرکت برای آن به منظور رسیدن به محل لقاح، ضروری است. سیالیت غشاء عملکرد فعالی است که باعث تحریک اسپرم، تخمک و تشکیل نطفه می گردد. به دلیل ظرفیت بالای لیپیدها، اسیدهای چرب و خصوصا PUFA، غشاء فسفولیپیدی اثرات چشمگیر و قابل توجهی در تحمل فشار اسمزی و شوک سرمایی در طی ذخیره سازی اسپرم و فریز کردن آن دارند. بنابراین، ترکیب اسیدهای چرب اسپرم و بهبود آن بوسیله جیره اثر قطعی بر بیولوژی مایع منی خواهد داشت. در گونه هایی که به صورت طبیعی نسبت امگا-3 به امگا-6 بالاست، در اغلب موارد دستکاری اسیدهای چرب جیره و خصوصاً مکمل نمودن اسیدهای چرب امگا-3، اثرات عمده ای در عملکرد اسپرم تازه نداشته است. برای مثال، تغییرات در نسبت امگا-3 به امگا-6 جیره باعث بهبود این نسبت در اسپرم ماهی قزل آلا رنگین کمان شده بود، اما تاثیری بر سیالیت غشاء اسپرم ها و یا نرخ باروری بدست آمده از مایع منی تازه نداشتند (لابه و همکاران28، 1995). در مقابل، افزایش در نسبت امگا-3 به امگا-6 با افزودن منابع امگا-3، در جیره های حاوی ویتامین E و سلنیوم اثرات مثبتی بر کیفیت منی خوک داشت (پنی و همکاران29، 2000)، هرچند در این مطالعه نمی توان اثرات احتمالی مکمل نمودن آنتی اکسیدان ها را از اثرات اسیدهای چرب تفکیک نمود.
در پرندگان پرورشی و صنعتی که نسبت امگا-3 به امگا-6 بسیار پائین است و عملا امگا-6 غالب است، وضعیت متفاوتی ایجاد می شود. مکمل نمودن جیره غذایی خروس ها با اسیدهای چرب امگا-3 باعث افزایش باروری حاصل از مایع منی تازه در خروسهای 35- 47 هفته ای شده بود (کلسو و همکاران، 1997). این شرایط در پرندگان در اواخر دوره باروری که نیاز به آنتی اکسیدان ها بیشتر می شود، پیچیده تر خواهد شد (کلسو و همکاران، 1996). نتایج اولیه در خروس های مسن نشان داد که با مصرف جیره های حاوی مکمل های امگا-3، وضعیت باروری بهبود پیدا کرده بود. این نتایج نشان می دهند که جهت باروری با مایع منی تازه بایستی جیره های استاندارد خروسها را با اسیدهای چرب امگا-3 غنی سازی و مکمل نمود. این در حالی است که اگر هدف استفاده از مایع منی یخ گشایی شده باشد، مکمل نمودن جیره ها با امگا-3 اثرات منفی چشمگیری خواهد داشت.
ترکیب لیپیدی اسپرم خروس
کل چربی مایع منی خروس در دامنه 43/0 تا 9/0 میلی گرم در 109 اسپرم (کلسو و همکاران30، 1996) و از 15/0 تا 5/1 میلی گرم در هر میلی لیتر مایع منی گزارش شده است فسفولیپیدهای اسپرم مهمترین گروه چربی ها بوده و حدود 60 تا 70 درصد کل چربی در خروس را شامل می شوند. کلسترول آزاد دومین گروه از چربی های عمده در اسپرم خروس های نژاد گوشتی و بوقلمون است و حدود 20- 22% کل اسیدهای چرب اسپرم را تشکیل می دهد. در مقابل، در نژادهای تخم گذار اسیدهای چرب آزاد سهم بیشتری را در مقایسه با کلسترول آزاد به خود اختصاص می دهند (14 درصد در مقابل 10 درصد). سایر گروه های لیپیدی (اسیدهای چرب آزاد، تری اسیل گلیسرول یا تری گلیسیرید) در تمام نژادهای پرندگان تشخیص داده شده است (سرولینی و همکاران، 1997). فسفولیپیدها از 2 بخش مساوی که شامل فسفاتیدیل سرین (PS) و اسفنگومیلین است، تشکیل شده است (سرولینی و همکاران، 1997). که نقش مهمی از نظر متابولیسمی و عملکردی در اسپرم ها دارند. سهم فسفاتیدیل سرین به طور ویژه بیشتر است و دومین فسفولیپید عمده در اسپرم ها بعد از فسفاتیدیل کولین است. این مسئله بیشتر در خروسهای گوشتی سویه راس (Ross) در مقایسه با سایر سویه ها دیده شده است.
مشخصه بارز اسپرم پرندگان حضور غالب اسیدهای چرب امگا-6 است که عمده ترین آنها اسید آراشیدونیک (C20:4n-6) و دکوزاتترانوئیک اسید (C22:4n-6) می باشد (دارین بنت و همکاران31، 1974). نسبت اسیدهای چرب سیر نشده به سیرشده در اسپرم خروس و بوقلمون به ترتیب 9/0 و 1/1 است (53). به منظور مقایسه بیشتر، الگوی اسیدهای چرب اسپرم نشان داده شده و مشخص است که نسبت اسیدهای چرب بلند زنجیر در بین گونه های مختلف پرندگان و حتی در بین نژادهای مختلف یک گونه، با هم تفاوت دارند.
اسپرم نژادهای تخمگذار بالاترین سطح C22:4n-6 را نشان می دهد (31 درصد) و اسپرم بوقلمون حاوی پائین ترین سطح است (13%) و این در حالیست که اسپرم مرغ گینه ای، اردک و غاز از این نظر در حد متوسطی قرار دارند (18-20 درصد) نسبت C20:4n-6 بر اساس گونه نیز متفاوت است، برای مثال در بوقلمون و اردک به ترتیب 10 و 19 درصد اسیدهای چرب را تشکیل می دهد. در مقابل، اسپرم پستانداران حاوی سطوح بالاتری از اسیدهای چرب امگا – 3 می باشد و به طور خاصی میزان دکوزاهگزانوئیک اسید (DHA) (C22:6n-3) در آن بالاست و بنابراین در مجموع در مقایسه با پرندگان، سیر نشده تر است (پولوس و همکاران، 1973).
نود درصد (بر اساس وزن) چربی های استخراج شده از کل اسپرم از دیواره سلولی پلاسما، آکروزوم، هسته و غشاء میتوکندری است و در انواع غشاهای موجود در این بخش متفاوت است (55). غشاء پلاسمایی حاوی کمتر از 35 درصد کل چربی سلولی است (56)، بنابراین ترکیب چربی این بخش بسیار متفاوت از کل اسپرماتوزوئید خواهد بود. در غشاء پلاسمائی اسپرم خروس نسبت بالاتری از کلسترول آزاد: فسفولیپید (47/0 در مقابل 37/0) در مقایسه با کل اسپرماتوزوئید مشاهده می شود. ترکیب اسیدهای چرب فسفولیپید غشاء پلاسمائی اسپرم خروس سیرشده تر از ترکیب فسفولیپیدی اسپرم ها است و نسبت کل اسیدهای چرب سیر نشده با چند باند دوگانه از 44 درصد به 33 درصد کل اسیدهای چرب کاهش یافته و به طور ویژه اسیدهای چرب C22:4n-6 و C20:4n-6 به صورت کاملاً معنی داری کاهش یافته اند.
در اسپرم خروس، نسبتی از اسیدهای چرب بلند زنجیر باند شده با فسفولیپیدها در گروه های فسفاتیدیل اتانول امین (PE) و فسفاتیدیل کولین (PC) گزارش شده است و در اینجا هم تفاوت هایی بین سویه های مختلف خروس وجود دارد. PE عمده ترین فسفولیپید سیر نشده در این بخش است و تفاوت زیادی بین سویه های مختلف از این نظر دیده می شود. برای مثال، C20:4n-6 و C22:4n-6 به عنوان 55% بخش باند شده با فسفاتیدیل اتانول امین در بسیاری از سویه های اصلاح شده مثل ISA و ROSS دیده می شود. اما سطح این اسیدهای چرب در نژادهایی مثل ردایلند که انتخاب و اصلاح نژاد کمتری روی آنها صورت گرفته، تنها 30 درصد PUFA اسپرم را تشکیل می دهند. این تفاوت در محتوای اسیدهای چرب سیر نشده بلند زنجیر با چند باند دوگانه بوسیله تفاوت در سطوح اسیدهای چرب با یک باند دوگانه، یعنی اسید اولئیک (C18:1n-9) جبران شده است بخش عمده اسیدهای چرب در فسفاتیدیل کولین اسپرم خروس شامل اسیدهای چرب سیرشده 16:0 و 18:0 می باشد و از نظر اسیدهای چرب سیر نشده، بیشترین اسید چرب، اسید اولئیک (C18:1n-9) است (سرولینی و همکاران، 1997).
در پلاسمای منی خروس، فسفولیپیدها به عنوان عمده ترین گروه از کل لیپیدها شناخته شده اند (46- 47%)، در حالیکه سطح آنها بسیار کمتر از مقادیر تشخیص داده شده در اسپرماتوزوا می باشد. نسبت سایر گروه های چربی بر اساس نژاد تغییر می کند و در نژادهای گوشتی و تخم گذار به ترتیب کلسترول آزاد (32%) و اسیدهای چرب آزاد (34%) دومین گروه عمده اسیدهای چرب هستند.
اسید استئاریک (C18:0)، عمده ترین اسید چرب (23- 36 درصد کل اسیدهای چرب) در کل فسفولیپیدهای پلاسمای منی در خروس است و این در حالیست که اسیدهای بلند زنجیر امگا-6 مثل C22:4 و C22:4 (به ترتیب 15-8% و 11-14% کل اسیدهای چرب) نیز در آن یافت می شود(سرولینی و همکاران، 1997).
ترکیب چربی، خصوصیات مایع منی و باروری در خروس
درک رابطه بین سطوح فسفولیپیدها و اسیدهای چرب سیر نشده موجود در اسپرم خروس با عملکرد و باروری آن مستلزم مطالعات عمیق و پیچیده است. توسعه اسپرماتوژنز مسلماً همراه با افزایش (DTA) C22:4 n-6 در داخل بیضه هاست که در سن 15 هفتگی به اوج خود می رسد. نرخ باروری به صورت منفی تحت تاثیر تغییر فسفولیپید موجود در غشاء پلاسمایی اسپرماتوزوئید تغییر می کند (فرومان و تورستون32، 1984).
پیشنهاد شده است که اسید چرب ویژه بلند زنجیر سیر نشده اسپرم خروس، یعنی (DTA) C22:4n-6، از نظر کمیت و عملکرد مهمترین و تاثیر گذارترین اسید چرب است. سهم این اسید چرب به صورت مستقیم رابطه مثبتی با نسبت اسپرم متحرک و حرکت خطی آن در گامتهای نر دارد. به عبارت بهتر، نتایج این تحقیق بر نقش ویژه DTA در سیالیت غشاء اسپرم خروس تاکید دارد (سرولینی و همکاران، 2002).
ترکیب فسفاتیدیل اتانول امین اسپرم خروس های گوشتی تفاوت های چشمگیری را بر اساس عملکرد تولید مثلی نرها نشان می دهد. نسبت C20:4n-6 و C22:4n-6 باند شده به فسفاتیدیل اتانول آمین در اسپرم نرهای بارور از 24 هفتگی تا 54 هفتگی افزایش می یابد و متعاقب آن نسبت اسید چرب سیر نشده به سیرشده نیز زیاد می شود (3/98 در مقابل 49/2). در مقابل، یک جریان بر عکس در اسپرم نرهایی که قدرت تولید مثلی پائینی دارند مشاهده می شود و این نسبت تا حد زیادی افت می کند (69/0 در مقابل 89/2) (سرولینی و همکاران، 1996).
خصوصیات مایع منی به میزان چشمگیری در نژادهای مختلف خروس از 25 تا 60 هفتگی تغییر می کند. معیارهای سنّتی و شناخته شده مثل غلظت و زنده مانی، به طور معنی داری کاهش می یابد؛ علاوه بر این فعالیت آنتی اکسیدانی و میزان آنتی اکسیدان های مهم مثل ویتامین E و A و سلنیوم نیز کاهش چشمگیری را نشان می دهند (20، 67). تغییراتی از این دست ارتباط تنگاتنگی با تغییرات وسیع و چشمگیر ترکیب لیپیدهای مایع منی دارد. بر این اساس کل محتوای چربی اسپرم و پلاسمای منی در پرندگان مسن به بیش از دو برابر می رسد؛ در حالی که نسبت به PE و PS کاهش یافته و بیشترین تغییرات در اسپرم در مقایسه با پلاسمای منی اتفاق می افتد (PE از 30 به 17% و PS از 24 به 6%). تغییرات زیادی نیز در ترکیب اسیدهای چرب سیر نشده اسپرم در بخش فسفاتیدیل اتانول آمین رخ می دهد و C20:4 n-6 و C22:4 n-6 به ترتیب 52 و 30 درصد کاهش می یابد (کلسو و همکاران، 1996).
در طی مدت زمان باروری خروسهای نژاد گوشتی از 24 تا 72 هفتگی، باروری به صورت چشمگیری تحت تاثیر سن تغییر می کند. بالاترین میزان نرخ باروری در هفته 39 ثبت شده است و پس از آن با سیر نزولی افت می کند. اثرات افزایش سن به طور مشهود طی هفته دوم بعد از تلقیح مصنوعی در مقایسه با هفته اول بروز می کند. بین تغییرات برخی ترکیبات لیپیدی اسپرم و الگوی باروری با افزایش سن هم خوانی دیده می شود و همبستگی مثبت معناداری بین آنها وجود دارد (جدول 7-8) (سرولینی و همکاران، 1997).
میزان کل فسفولیپید، همبستگی مثبتی با اسپرم های متحرک و نرخ باروری ثبت شده در هفته دوم بعد از تلقیح مصنوعی دارد. نسبت PC و PS با نرخ باروری بدست آمده در هفته اول و دوم پس از تلقیح مصنوعی رابطه دارد. در حقیقت این رابطه برای PC همبستگی منفی و برای PS همبستگی مثبت است. فسفولیپیدهای حاوی C20:4 n-6 و C22:4 n-6 همبستگی مثبتی با نرخ باروری بدست آمده در دومین هفته بعد از تلقیح مصنوعی دارند.
فسفولیپیدهای حاوی C22:6 n-3 (DHA) و C22:4 n-6 (DTA) همبستگی مثبتی با نسبت اسپرم های متحرک دارند (جدول 3-2) (36). DHA به میزان بسیار کمی در اسپرم خروس وجود دارد (جدول 7-7)، اما به رغم این میزان اندک همانند پستانداران می تواند نقش مثبتی در تحرک اسپرم داشته باشد (45-47).
جدول 3-2: ضریب همبستگی بین سن، تحرک اسپرم، باروری با گروه های چربی، فسفولیپید و اسیدهای چرب سیر نشده در اسپرم خروسهای نژاد گوشتی (29)
لیپید
سن
تحرک اسپرم
باروری هفته اول بعد از تلقیح مصنوعی
باروری هفته دوم بعد از تلقیح مصنوعی
کل لیپیدها
***563/0
118/0
102/0-
254/0-
گروه های چربی
فسفولیپید
***639/0-
***39/0
139/0
***409/0
کلسترول آزاد
175/0
*279/0-
034/0
064/0-
اسیدهای چرب آزاد
***616/0
273/0-
078/0-
187/0-
تری اسیل گلیسرول
017/0
149/0-
161/0-
163/0-
استر کلسترول
***433/0
126/0-
082/0-
**330/0-
گروه های فسفولیپیدی
فسفاتیدیلکولین (PC)
***478/0
174/0-
**351/0-
*287/0-
فسفاتیدیل اتانول آمین PE))
*284/0-
77/0-
167/0
036/0
فسفاتیدی سرین (PS)
***428/0-
189/0
*316/0
***399/0
اسفینگومایلین
135/0
206/0
056/0-
012/0-
کاردیولیپین
085/0
215/0-
040/0-
***318/0-
اسیدهایچربسیرنشده در فسفولیپید
C20:4 n-6
*386/0-
243/0
058/0-
*254/0
C22:4 n-6
***552/0-
*333/0
089/0
*303/0
C22:6 n-6
***599/0-
*276/0
006/0
239/0
تولید رادیکال های آزاد در شرایط تنشی و اهمیت آنتی اکسیدان ها
تولید رادیکال های آزاد مسئله ای طبیعی است که در جریان تنفس و اکسید شدن مواد در بدن موجودات زنده که یکی از راه های تولید انرژی از غذاهاست به وجود می آیند و می توانند باعث بروز اثرات ناخواسته ی فراوانی بر ساختار و عملکرد بافت های بدن آنها شوند. این ترکیبات بسیار فعال که بسیار هم ناپایدارند حاوی مقادیر بالایی از انرژی هستند. در حالت عادی، سیستم دفاعی بدن موجودات این عوامل مضر را خنثی و بی ضرر می کند اما عوامل و شرایط تنشی باعث می شوند موجودات نتوانند به طور صحیح و کامل با این رادیکال های آزاد مبارزه کند. در نتیجه ساختمان و کارکرد سلول های بدن آنها توسط رادیکال های آزاد تخریب شده و منجر به بروز اشکالاتی در قسمت های مختلف می گردد (فلنبرگ و اسپایسکی، 2006).
یکی از عوامل مهم درافزایش تولید رادیکالهای آزاد، انواع مختلف استرس است. شرایط تنش زای مختلفی سبب افزایش تولید رادیکالهای آزاد میشود. شرایط تنشزا عموماً به سه دسته طبقه بندی میشوند. دسته مهم آنها استرس های تغذیه ای می باشد شامل سطوح بالای اسیدهای چرب سیر نشده با چند باند دوگانه، کمبود ویتامین E، سلینوم، روی یا منگنز، مقدار بالای آهن، مقادیر بالای ویتامین A و حضور سموم و ترکیبات سمی مختلف دسته دوم فاکتورهای استرسزا، شرایط محیطی هستند نظیر افزایش حرارت و رطوبت، کمبود اکسیژن، پرتوها و موارد مشابه. دسته سوم فاکتورهای استرس زای داخلی شامل بیماریهای ویروسی و باکتریایی مختلف همچنین پاسخهای آلرژیک می باشد. برای جلوگیری از عمل این اتمها بدن موجودات زنده باید دارای یک سد دفاعی از آنتی اکسیدانها باشد. آنتی اکسیدانها مولکولهایی هستند که جلوی عمل رادیکالهای آزاد را گرفته و مانع از تخریب سلولهای حیاتی بدن می شود (سایس، 1996).
آنتی اکسیدان ها موادی هستند که قادرند با اثرات مضر اما طبیعی فرآیند فیزیولوژیک اکسیداسیون در بافت ها مقابله کنند. آنتی اکسیدان ها شامل مواد مغذی (ویتامین ها و املاح معدنی) و آنزیم ها ( پروتئین های موجود در بدن که در واکنش های شیمیایی نقش کمکی دارند) هستند.
آنتی اکسیدان ها با خنثی سازی رادیکال های آزاد فرآیند اکسیداسیون را متوقف می کنند. برای انجام این کار خودآنتی اکسیدان ها اکسیده می شوند. به همین دلیل دائما به وجود منابع آنتی اکسیدانی در بدن نیاز است.
نحوه عملکرد آنها به دو روش طبقه بندی می شود :
– شکستن زنجیره: زمانی که یک رادیکال آزاد الکترونی را جذب کرده یااز دست می دهد، رادیکال دوم تشکیل می شود. سپس این ملکول همین کار را با ملکول سوم انجام می دهد. این روند ادامه می یابد تا زمانی که ترمیناسیون روی دهد که طی آن یا رادیکال بوسیله یک آنتی اکسیدان شکننده زنجیره مانند بتا کاروتن و ویتامین های C و E تثبیت می شود، یا براحتی به یک محصول بی ضرر تبدیل می شود.
– راه بازدارنده: آنزیم های آنتی اکسیدان مانند سوپراکسید دسموتاز، کاتالاز و گلوتاسیون پراکسیداز با کاهش میزان تشکیل زنجیره از اکسیداسیون جلوگیری می کند. چنین آنتی اکسیدان هایی با یافتن رادیکال های آغاز گر می توانند یک زنجیره اکسیداسیون را برای همیشه متوقف سازند.
همچنین می توانند با تثبیت رادیکال های فلزی مانند مس و آهن از اکسیداسیون جلوگیری کنند. تاثیر هر آنتی اکسیدانی در بدن بستگی به این دارد که درگیر چه رادیکال آزادی می شود، چگونه و کجا تولید می شود، و هدف آسیب کجاست. بنابراین در حالیکه یک آنتی اکسیدان در یک سیستم ویژه می تواند در برابر رادیکال های آزاد اثر حفاظت بخش داشته باشند، ممکن است در سیستم های دیگر هیچ تاثیری نداشته باشند. یا در شرائط خاص یک آنتی اکسیدان حتی ممکن است بعنوان یک پرو- اکسیدان که انواع اکسیژن سمی را ایجاد می کند، عمل نماید. (فلنبرگ و اسپایسکی، 2006).
اهمیت آنتی اکسیدان ها در افزایش باروری اسپرم
پرندگان، گونه هایی فصلی هستند و با شرایط استاندارد پرورش، راندمان باروری آنها (خروس و بوقلمون) نیز بین 30 تا 40 هفتگی وضعیت مطلوبی دارد و در سن 50 تا 60 هفتگی به طور موقت قدرت باروری را ازدست می دهند (27). یکی از علل کاهش قدرت آنتی اکسیدانی با افزایش تدریجی سن عنوان شده و متعاقب آن افزایش پراکسیداسیون لیپیدها رخ می دهد (کلسو و همکاران، 1996) نسبت اسیدهای چرب امگا-6 درخروسهای مسن کاهش می یابد(29). این تغییر تنها به واسطه اکسیداسیون لیپیدها نیست بلکه پیشنهاد شده است که این تغییر به واسطه کاهش توانایی سلولهای جنسی در سنتز و یا وارد نمودن PUFA به غشاء سلولها نیز می باشد. نتایج بدست آمده در خروس های 60 هفته ای که با جیره مکمل شده با اسیدهای چرب امگا-3 و یا امگا-6 تغذیه شده بودند، افزایش سطح PUFA را در اسپرم نشان می دهد؛ خصوصاً در زمانی که جیره ها به مقدار زیاد با ویتامین E غنی شده باشند (سورای و همکاران33، 2000).
رادیکال های آزاد با دارا بودن الکترون های تک، بسیار واکنش پذیرند و آسیب های فراوانی را به مولکول های زیستی مانند پروتئین ها، لیپیدها، اسیدهای نوکلئیک و کربوهیدرات ها وارد می کنند (مارتینز34، 1995). خوشبختانه در بدن طیور به منظور مقابله با آسیب ناشی از رادیکال های آزاد سیستمی به نام سیستم دفاع آنتی اکسیدانی وجود دارد که شامل سیستم آنزیمی و غیرآنزیمی است. در برخی موارد در نتیجه بر هم خوردن تعادل میان تولید و حذف رادیکال های آزاد در اثر دخالت عوامل مختلف، تنش اکسیداتیو بوجود می آید. تمامی موجودات زنده هوازی به اکسیژن نیاز داشته و از سویی با وجود ضروری بودن اکسیژن، متابولیتهای آن همانند رادیکال هیدروکسیل (OH) آنیون سوپراکسید (O2-) و یا هیدروژن پراکسید (H2O2) بر عملکرد و ساختار سلولها تاثیر منفی نهاده و بقاء موجود زنده را در معرض خطر قرار میدهد. مجموعه مشتقات اکسیژن موسوم به انواع اکسیژن فعال بوده که بعنوان یکی از عوامل ایجاد ناباروری در پستانداران شناخته میشوند (دواساگایام و همکاران، 2004)35.
به طور طبیعی در موجودات زنده برای مقابله با رادیکال های آزاد، سیستم های حفاظتی متعددی شامل سوپراکسید دسموتاز، گلوتاتیون پراکسیداز، گلوتاتیون ردوکتاز، تیوردوکسین و گروه های تیول در هر سلولی وجود دارد (سایس36، 1996). برای بهبود توانایی سیستم آنتی اکسیدانی در مقابله با فعالیت های اکسیداتیو تحت شرایط تنش، افزودن ترکیبات آنتی اکسیدانی مصنوعی و طبیعی به جیره غذایی مفید می باشد (فلنبرگ و اسپایسکی37، 2006).
از جمله مولکولهایی که از اکسیژن مشتق شده و در صورت فعالیت بیش از حد، جزء اکسیدانهای مضر محسوب میشود، ROS ها میباشد. گونههایی از این اشکال رادیکالهای آزادند. رادیکالهای آزاد به دلیل داشتن الکترونهای جفت نشده از لحاظ شیمیایی بسیار فعال و واکنشگر هستند. ROSها شامل: آنیون سوپراکسید (O2-)، پراکسیدهیدروژن (H2O2) رادیکال پراکسیل (ROO-) یون هیپوکلریک (CLO-) و رادیکال بسیار فعال هیدروکسیل (OH) هستند (دواساگایام و همکاران، 2004).
آنتی اکسیدانها ترکیباتی هستند که قادر به جمعآوری اکسیژن فعال و سپس خنثی سازی آنان در داخل و خارج سلولهای بدن میباشند. سلولهای اسپرم طی روند اسپرماتوژنز، مقدار زیادی از سیتوپلاسم خود را به همراه مواد آنتیاکسیدانی موجود در آن از دست داده و بنابراین در مقابل روند تنش اکسیداتیو حساس میشوند. مکانیسمهای متفاوتی برای مهار تنش اکسیداتیو و کاهش آسیبهای ناشی از آن وجود دارد که یکی از آنها استفاده از آنتی اکسیدان در محیط است. وجود آنتی اکسیدانها وضعیت ثابتی از سطح ROS را در پلاسمای منی ایجاد میکند. آنتی اکسیدانها بعنوان پاکسازی کننده رادیکالهای آزاد، اسپرم را در برابر ROS حفاظت میکنند. به همین دلیل در برخی مطالعات به ماده رقیقکننده، آنتیاکسیدان اضافه میشود. مواد زیادی میتوانند نقش آنتیاکسیدانی داشته باشند که از جمله این مواد میتوان به برخی از گیاهان دارویی اشاره کرد (هالیول، 1974)38.
فسفولیپیدهای غشای اسپرم پرندگان سرشار از اسیدهای چرب سیرنشده امگا 6 مانند آراکیدونیک اسید39 و دوکوزاتترا انوییک اسید40 است و از این رو به واکنش پراکسیداسیون بسیار حساس می باشند (برکو و همکاران41، 2003). رادیکال های آزاد سبب تشدید واکنش های پراکسیداسیون می شوند که تخریب پروتئین های غشا و کروماتین اسپرم و سرانجام کاهش جنبایی و توان باروری اسپرم را در پی دارد (زانیبونی و سرولینی42، 2009).
به طور طبیعی، کاهش پراکسیداسیون اسیدهای چرب غشای اسپرم به سه سطح محافظتی وابسته است:
1. آنزیم های آنتی اکسیدانی مانند سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) و گلوتاتیون پراکسیداز (GSH-PX).
2. آنتی اکسیدان های محلول در آب یا چربی مانند ویتامین های C، A، E و اسید اوریک.
3. فسفولیپازها، پروتئازها و ترانسفرازها که مسئول ترمیم غشا هستند (برکو و همکاران، 2003).
پژوهش های متعددی برای تعیین تاثیر آنتی اکسیدان های گوناگون بر تولید مثل پستانداران انجام شده است که در میان آنها ویتامین E و سلنیوم نقش اصلی در حفاظت اسپرم در برابر پراکسیداسیون بر عهده دارند (برکیو و همکاران، 2003). در پرندگان، وجود مقدار فراوان اسیدهای چرب سیر نشده مانند آراکیدونیک اسید و دوکوزا تترا انوییک اسید شرایط مناسبی را برای پیوند ویتامین E به غشا و در نتیجه حفاظت آن در برابر پراکسیداسیون ایجاد می کند. به گونه ای که خوراندن ویتامین E به پرنده منجر به افزایش غلظت این ویتامین در غشای اسپرم و پلاسمای منی و نیز کاهش نرخ پراکسیداسیون می شود (سورای و همکاران، 2000). روش دیگر برای کاهش نرخ پراکسیداسیون لیپیدهای غشای اسپرم افزودن این ویتامین به منی است (سرولینی و همکاران، 2006). هر چند پژوهش های تکمیلی نشان دادند که خوراندن ویتامین E به پرنده در مقایسه با افزودن آن به منی تاثیر بیشتری بر کاهش پراکسیداسیون غشای اسپرم داشت. از دیگر یافته های افزودن این ویتامین به منی، افزایش نرخ جنبایی، درصد اسپرم زنده و باروری در پی نگهداری برون تنی اسپرم است (احمدی و ضمیری، 2007).
اکسیژن فعال دارای اثری دوگانه بر عمل و ساختار سلولهای اسپرم است به این ترتیب که از یک طرف جهت انجام برخی روندهای طبیعی همانند واکنش آکروزومی در این سلولها ضروری بوده و از طرفی در غلظت زیاد در محیط باعث تنش اکسیداتیو میشود که موجب مهار قدرت تحرک و تغییر در شکل ظاهری سلولها شده و بدین ترتیب درصدی از ناباروری را ایجاد خواهند نمود. یکی از علائم مهم تنش اکسیداتیو در سلولها، پراکسیداسیون چربیهای غشاء است. روند پراکسیداسیون چربی موجب تخریب ساختار غشاء، کاهش قدرت تحرک، مهار فعالیتهای آنزیمی، و ایجاد شکستگی در DNA سلولهای اسپرم شده و نهایتا منجر به کاهش توان باروری اسپرم میشود (روزنستراخ و فریدلندر، 2007)43.
از دیگر آنتی اکسیدان های مورد توجه در پژوهش های تولید مثلی پرندگان و دام ها، هورمون ملاتونین است (رامادان و همکاران44، 2009). گیرنده های این هورمون روی نورون های هیپوتالاموسی کنترل کننده گنادوتروپ ها، روی گنادوتروپ ها در هیپوفیز پیشین و نیز گنادهای نر و ماده وجود دارند (ریتر و همکاران45، 2009) که نشان دهنده اهمیت این هورمون در کنترل کنش های دستگاه تولید مثلی آنها است. فزون بر این، ملاتونین با بیان ژن آنزیم های آنتی اکسیدان هایی مانند سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) و گلوتاتیون پراکسیداز (GSH-PX)، کاتالاز و گلوتاتیون ردوکتاز از راه گیرنده های غشایی، سیتوپلاسمی و یا هسته ای موجب تقویت سیستم آنزیمی- آنتی اکسیدانی سلول می شود. این هورمون همچنین می تواند به طور مستقیم با از بین بردن رادیکال های آزاد به ویژه رادیکال های هیدروکسیل و پروکسیل، از پراکسید شدن غشای سلول و مرگ آن جلوگیری کند (رودریگوئز و همکاران46، 2004).
همچنین اسانس ها و عصاره های گیاهان دارویی به عنوان مواد طبیعی محافظت کننده و داروهای افزاینده سلامتی مطرح هستند. اکثر این ترکیبات با داشتن خاصیت آنتی اکسیدانی از استرس اکسیداتیو جلوگیری می کنند (حسینی و همکاران، 1391). برخی از گیاهان دارای ترکیبات باارزشی هستند که میزان قابل توجهی آنتیاکسیدان طبیعی دارند و مشخص شده است که به دنبال مصرف آنها، ظرفیت آنتی اکسیدان پلاسما به طور معنیداری افزایش یافته است (کاهکونن و همکاران، 1999). یکی از این گیاهان رزماری میباشد.
گیاه رزماری
رومارَن یا اِکلیل کوهی یا رُزماری (Rosmarinus officinalis) گیاهی خشبی، چندساله و معطر است که برگ هایی سوزنی شکل و همیشه سبز دارد. رومارن بومی منطقه مدیترانه و کشور اوروگوئه است. گل های آن در رنگ های گوناگون سفید، صورتی، بنفش یا آبی می رویند. منشا این گیاه مناطق آهکی نواحی مدیترانه گزارش شده است. ارتفاع این گیاه بستگی به شرایط اقلیمی محل رویش داشته و بین ۱ تا ۲ متر متغیر است. برگها سبز رنگ، متقابل، باریک، بلند و نوک تیز است. سطح رویی برگ صاف و فاقد کرک است در حالی که پشت برگ سفید رنگ و پوشیده از کرک می باشد. گلها کوچک و آبی رنگ بوده و اواخر بهار از لابلای برگها خارج می شود. گلها به ندرت سفید رنگ است. گلهای این گیاه نوش فراوانی تولید کرده و شدیداً عسل آور است (روم47، 1988).
از نظر خواص طبی و دارویی رومارن اثر ضدعفونی کننده و معرق داشته و جریان خون را در اندامهای شکمی افزایش می دهد و در تحریک میزان ترشح شیره های گوارشی و صفرا بسیار مفید است. این گیاه شفا بخش برای معالجه رماتیسم، فلج، سستی اعضاء، تشنج، اختلالات عصبی و تنفسی و همچنین نارسایی کبد و کیسه صفرا مفید و موثر است. رزماری به عنوان یک ماده ی مقوی و محرک استفاده میشده است. یونانیان قدیم جهت تقویت حافظه از آن استفاده میکردهاند. رزماری مدت هاست که به عنوان یک چاشنی غذایی و همچنین آنتی اکسیدان برای محافظت از غذاها به کار میرود. ترکیبات موجود در عصاره اکلیل کوهی به سبب تحریک متابولیسم و تسریع گردش خون سبب گشادکنندگی عروق و مویرگها شده و بدین ترتیب باعث تقویت و شادابی پوست و مو می گردد. این عصاره از ریزش مو جلوگیری کرده و لذا در تولید فرآورده هـای بهداشتی و آرایشی بر روی مو و پوست معمولی و چرب کاربرد زیادی دارد. از گیاه رزماری همچنین در درمان فشار خون، نفخ و بی اشتهایی استفاده می شود. مصرف موضعی آن نیز دردرمان دردهای عضلانی و بیماریهای رماتیسمی کاربرد دارد. اسانس این گیاه خاصیت ضد باکتریایی و ضد قارچی شدید داشته و بعنوان طعم دهنده در داروهای بد مزه بکار می رود. همچنین مواد موثره این گیاه خاصیت نگاهدارندگی شدید داشته و در صنایع غذایی و کنسرو سازی کاربرد فراوانی دارد (اینوئه و همکاران48، 2005؛ تادئی و همکاران49، 1998).
برگها و گلهای رزماری حاوی مواد موثره هستند. مواد موثره ی این گیاه را اسانس، تانن و مواد تلخ تشکیل میدهد. مقدار اسانس در برگهای خشک بین 5/0 تا 5/1 درصد می باشد. مهمترین ترکیبات اسانس را سینئول50، کامـفور51، بورنـیل استات52 و اسید رزماریک تشکیل می دهد. ترکیبات دیگر گیاه را موادی نظیر فلاونوئیدهای آپی ژنین، روتین، لوتئولین و کومارین های آمبلی فرون، هرنیارین تشکیل و اسیدهای گیاهی نظیر اسید کافئیک نیز در برگهای این گیاه وجود دارد. مهمترین ترکیبات آن مشتقات اسید کافئیک: مهمترین آنها اسید رزمارینیک است. اسید رزمارینیک یک ماده ی محلول در آب است به همین خاطر در فرآورده های آبی بیشتر استفاده میشود در حالی که اسید کارنوسیک یک ماده ی محلول در چربی بوده و در فرآورده های حاوی چربی مورد استفاده قرار میگیرد (روم، 1988). اسید کارنوسیک ترکیب فعال گیاه رزماری است که یک ماده ی نوروپروتکتیو عاری از عوارض جانبی محسوب می شود.90% خاصیت آنتی اکسیدانی رزماری مربوط به این ماده است (زرگری، 1368).
محققان متعددی گزارش کردند که اثر آنتی اکسیدانی رزماری در بخش غیراسانسی عمدتا مربوط به ترکیب های فنلی دی ترپنی نظیر کارنوزول، رزمانول، کانوزیک اسید و متیل کارنوزات و اسیدهای فنولیک نظیر رزمارینیک اسید و کافئیک اسید می باشد (ارکان و همکاران53، 2008؛ رومانو و همکاران54، 2009؛ ترپینک و همکاران55، 2009).
مدیریت خروس و حفظ باروری آن در دوران تولید یکی از مهمترین مسائلی است که بطور دائم توجه ویژه مدیران واحد های مرغ مادر را بخود جلب میکند. متاسفانه برخورد نامناسب با این موضوع در پارهای موارد منجر به از دست رفتن خروسهای گله، کاهش شدید باروری تخممرغ و ضرورت جایگزینی خروسهای گله با خروسهای جوان میگردد که جدای از مخاطرات بهداشتی این عمل که معمولا گله ها را بی نصیب نمی گذارد، برگشت نطفه داری گله به حد مطلوب نیز انجام نمیپذیرد. تاثیر خروس در باروری کل گله بسیار زیاد و به دو عامل عمده یعنی فعالیت جفتگیری و کیفیت اسپرم بستگی دارد (براک و همکاران56، 1998).
سطح باروری در گلههای مادر گوشتی در آغاز دوره تولید مثلی (40- 30 هفتگی) میتواند به بالای 95% نیز برسد، اما باروری به سرعت پس از 45-40 هفتگی کاهش مییابد (تداوم باروری پایین). میزان باروری در سنین بالاتر از 70-65 هفتگی از نظر اقتصادی خیلی پایین بوده و در این سن معمولاً گله حذف میشود. عملکرد تولید مثلی نسبتاً پایین گله مادر گوشتی، بطور طبیعی مربوط به پیشرفت ژنتیکی آنها برای صفات تولیدی است. مدیریت پرندگان با تولید بالا، ممکن است دشوارتر باشد و غالباً عملیات مدیریتی، همگام با پیشرفتهای ژنتیکی نیازمند به روز شدن اطلاعات می باشند. بنابراین پرندگان نیاز به یک برنامهی مدیریتی منظم و هماهنگ برای رسیدن به حداکثر پتانسیل تولیدیشان هستند (جانسون57، 2011).
تمامی موجودات زنده هوازی به اکسیژن نیاز داشته و از سویی با وجود ضروری بودن اکسیژن، متابولیتهای آن همانند رادیکال هیدروکسیل (OH) آنیون سوپراکسید (O2-) و یا هیدروژن پراکسید (H2O2) بر عملکرد و ساختار سلولها تاثیر منفی نهاده و بقاء موجود زنده را در معرض خطر قرار میدهد. مجموعه مشتقات اکسیژن موسوم به انواع اکسیژن فعال بوده که بعنوان یکی از عوامل ایجاد ناباروری در پستانداران شناخته میشوند (دواساگایام و همکاران، 2004)58. اکسیژن فعال دارای اثری دوگانه بر عمل و ساختار سلولهای اسپرم است به این ترتیب که از یک طرف جهت انجام برخی روندهای طبیعی همانند واکنش آکروزومی در این سلولها ضروری بوده و از طرفی در غلظت زیاد در محیط باعث تنش اکسیداتیو میشود که موجب مهار قدرت تحرک و تغییر در شکل ظاهری سلولها شده و بدین ترتیب درصدی از ناباروری را ایجاد خواهند نمود. یکی از علائم مهم تنش اکسیداتیو در سلولها، پراکسیداسیون چربیهای غشاء است. روند پراکسیداسیون چربی موجب تخریب ساختار غشاء، کاهش قدرت تحرک، مهار فعالیتهای آنزیمی، و ایجاد شکستگی در DNA سلولهای اسپرم شده و نهایتا منجر به کاهش توان باروری اسپرم میشود (روزنستراخ و فریدلندر، 2007)59.
از جمله مولکولهایی که از اکسیژن مشتق شده و در صورت فعالیت بیش از حد، جزء اکسیدانهای مضر محسوب میشود، ROS ها میباشد. گونههایی از این اشکال رادیکالهای آزادند. رادیکالهای آزاد به دلیل داشتن الکترونهای جفت نشده از لحاظ شیمیایی بسیار فعال و واکنشگر هستند. ROSها شامل: آنیون سوپراکسید (O2-)، پراکسیدهیدروژن (H2O2) رادیکال پراکسیل (ROO-) یون هیپوکلریک (ClO-) و رادیکال بسیار فعال هیدروکسیل (OH) هستند (دواساگایام و همکاران، 2004).
آنتی اکسیدانها ترکیباتی هستند که قادر به جمعآوری اکسیژن فعال و سپس خنثی سازی آنان در داخل و خارج سلولهای بدن میباشند. سلولهای اسپرم طی روند اسپرماتوژنز، مقدار زیادی از سیتوپلاسم خود را به همراه مواد آنتیاکسیدانی موجود در آن از دست داده و بنابراین در مقابل روند تنش اکسیداتیو حساس میشوند. مکانیسمهای متفاوتی برای مهار تنش اکسیداتیو و کاهش آسیبهای ناشی از آن وجود دارد که یکی از آنها استفاده از آنتی اکسیدان در محیط است. وجود آنتی اکسیدانها وضعیت ثابتی از سطح ROS را در پلاسمای منی ایجاد میکند. آنتی اکسیدانها بعنوان پاکسازی کننده رادیکالهای آزاد، اسپرم را در برابر ROS حفاظت میکنند. به همین دلیل در برخی مطالعات به ماده رقیقکننده، آنتیاکسیدان اضافه میشود. مواد زیادی میتوانند نقش آنتیاکسیدانی داشته باشند که از جمله این مواد میتوان به برخی از گیاهان دارویی اشاره کرد (هالیول، 1974)60.
برخی از گیاهان دارای ترکیبات باارزشی هستند که میزان قابل توجهی آنتیاکسیدان طبیعی دارند و مشخص شده است که به دنبال مصرف آنها، ظرفیت آنتی اکسیدان پلاسما به طور معنیداری افزایش یافته است (کاهکونن و همکاران، 1999). یکی از این گیاهان رزماری میباشد.
رُزماری یا اِکلیل کوهی (Rosmarinus officinalis) گیاهی خشبی، چندساله و معطر است که برگ هایی سوزنی شکل و همیشه سبز دارد. رومارن بومی منطقه مدیترانه است. گل های آن در رنگ های گوناگون سفید، صورتی، بنفش یا آبی می رویند (روم61، 1988).
از نظر خواص طبی و دارویی رومارن اثر ضدعفونی کننده و معرق داشته و جریان خون را در اندامهای شکمی افزایش میدهد و در تحریک میزان ترشح شیرههای گوارشی و صفرا بسیار مفید است. این گیاه شفا بخش برای معالجه رماتیسم، فلج، سستی اعضاء، تشنج، اختلالات عصبی و تنفسی و همچنین نارسایی کبد و کیسه صفرا مفید و موثر است. رزماری به عنوان یک ماده مقوی و محرک استفاده میشده است. یونانیان قدیم جهت تقویت حافظه از آن استفاده میکردهاند. رزماری مدتها است که به عنوان یک چاشنی غذایی و همچنین آنتیاکسیدان برای محافظت از غذاها به کار میرود (اینوئه و همکاران62، 2005؛ تادئی و همکاران63، 1998).
مواد موثره این گیاه را اسانس، تانن و مواد تلخ تشکیل میدهد که در برگها و گلهای رزماری وجود دارد. مقدار اسانس در برگهای خشک بین 5/0 تا 5/1 درصد می باشد. ترکیبات آنتیاکسیدانی رزماری شامل اسید رزمارینیک و اسید کارنوسیک است. اسید رزمارینیک یک ماده محلول در آب است به همین خاطر در فرآوردههای آبی بیشتر استفاده میشود در حالی که اسید کارنوسیک یک ماده محلول در چربی بوده و در فرآوردههای حاوی چربی مورد استفاده قرار میگیرد (روم، 1988). اسید کارنوسیک ترکیب فعال گیاه رزماری است که یک ماده نوروپروتکتیو عاری از عوارض جانبی محسوب می شود.90% خاصیت آنتی اکسیدانی رزماری مربوط به این ماده است (زرگری، 1368).
در سالهای اخیر بنا به دلایلی از جمله مسائل مربوط به سلامت و بهداشت، توجه زیادی به سوی آنتیاکسیدانهای طبیعی معطوف گردیده است و تحقیقات گستردهای به منظور به کارگیری این ترکیبات در مواد غذایی به جای آنتی اکسیدانهای غیر طبیعی در دست اجرا قرار گرفته است. نکته در خور توجه در مورد آنتیاکسیدانهای طبیعی این است که این مواد برخلاف آنتیاکسیدانهای مصنوعی، نه تنها زیانآور نیستند (مثلا مواردی از سرطانزایی در اثر استفاده از آنتیاکسیدانهای مصنوعی در حیوانات آزمایشگاهی مشاهده شده است) بلکه مصرف آنها میتواند به حفظ و تامین سلامت بیشتر برای انسان بینجامد (دانروف64، 2010).
بنظر میرسد که عصاره رزماری نیز که حاوی ترکیبات متعدد با خاصیت آنتیاکسیدانی است بتواند به عنوان عامل مهمی در جهت تقویت و تحریک سیستم تولید مثلی در خروس عمل کند. با توجه به آنکه فراسنجههای کیفی اسپرم و باروری آن به عنوان اصلیترین شاخص تولید مثلی در خروس مطرح میباشد، لذا بهبود این فراسنجهها در خروسهای گله مادر ضروری به نظر میرسد.
منابع
اتچز، ر. ج. 1380. تولید مثل در پرندگان اهلی (برگرداننده: محمد جواد ضمیری). انتشارات دانشگاه شیراز، 423 ص.
افتخاری م، نیازی حصارسفیدی س. 1389. تاثیر کاربرد مکمل گیاه دارویی رزماری در بهبود ماندگاری و کیفیت گوشت در جوجه های گوشتی. پنجمین همایش ملی ایده های نو در کشاورزی. 29-28 بهمن. ص 42-38.
امید بیگی، ر. (1384). تولید و فرآوری گیاهان دارویی. ویرایش سوم، چاپ اول. جلد اول. انتشارات آستان قدس رضوی. مشهد.
حسینی، ن.، ملکی راد، ع.، چنگیزی، س و ناظمی، م. 1391. بررسی قابلیت اسانس و فراکشن های مختلف عصاره متانولی آویشن شیرازی، مریم گلی، رزماری، خالواش و دارچین در مهار رادیکال آزاد. مجله علمی و پژوهشی دانشگاه علوم پزشکی شهید صدوقی یزد، دوره 20، شماره 1، صص 28-38.
زرگری ع. 1368.گیاهان دارویی. انتشارات دانشگاه تهران. ص 71.
ضمیری، م. ج.، هاشمی، م و بوستانی، ع. 1384. ارزیابی چندین رقیق کننده برای نگهداری اسپرم خروس های بومی در دو دما. مجله علوم کشاورزی ایران، جلد 36، شماره 3، صص 603-612.
گلزار ادبی، ش.، رحیمی، ش.، کمالی، م و کریمی ترشیزی، م. 1386. اثر ال-کارنیتین و پودر چربی گیاهی بر کیفیت اسپرم خروس ها و باروری و جوجه درآوری مرغ های مادر گوشتی. مجله تحقیقات دامپزشکی، دوره 62، شماره 3، صص 107-114.
محمود زاده، ع.ر.(1380). تولید مثل در حیوانات مزرعه ای. (تالیف حافظ) چاپ اول دانشگاه آزاد اسلامی، ص 397.
معمار، م و ضمیری. م. ج. 1384. پراکنش فصلی ویژگی های منی و باروری خروس های بومی فارس. مجله علوم کشاورزی ایران، جلد 36.
هاشمی، م. 1370. فیزیولوژی تولید مثل و تلقیح مصنوعی. چاپ اول، انتشارات فرهنگ جامع، ص 302.
Anderson, G.J., Connor, W.E., Corliss, J.D., and Lin, D.S. (1989) Rapid Modulation of the n-3 Docosahexaenoic Acid Levels in the Brain and Retina of the Newly Hatched Chick, J. Lipid Res, 30, 433-441.
Angioni A, Barra A, Cereti E, Barile D, Coisson JD, Arlorio M, Dessi S, Coroneo V and Cabras P. 2004. Chemical composition plant genetic differences antimicrobial and antifungal activity investigation of the essential oil of Rosmarinus officinalis. Agricultural Food Chemistry 52: 3530-3535.
Bajpai, P.K. 1963. The effect of photoperiodicity on semen characteristics of poultry. Poultry Sci. 42:462-465.
Bara MTF and Vanetti MCD. 1996. Antimicrobial effect of spices on the growth of Yersinia enterocolitica. Journal of Herbs Spices Medicinal Plants 3: 51-58.
Bearer, E.L., and Friend, D.S. (1982) Modifications of Anionic-Lipid Domains Preceding Membrane Fusion in Guinea Pig Sperm, J. Cell Biol. 92, 604-615.
Brake, J., S.D. Peak, and J.J. Bruzual, 1998. The relationship between male: female ratio and fertility in broiler breeders. Proceedings Of the Poultry Science Association meeting.Pennsylvania.Abstr.249.
Breque C., Surai P. & Brillard J. P. (2003). Roles of antioxidants on prolonged storage of avian spermatozoa in vivo and in vitro. Molecular Reproduction and Development, 66, 314-323.
Burrows WH and Quinn JP. 1937. The collection of spermatozoa from the domestic fowl and turkey .Poultry Science 26:19-24
Cabuk M, Alcicek A, Bozkurt M and Imre N. 2003. Antimicrobial properties of the essen- tial oils isolated from aromatic plants and using possibility as alternative feed additives.II.National Animal Nutrition Congress,18-20.september,pp:184-187.
Cerolini S., Zaniboni L., Maladgian A. & Gliozzi T. 2006. Effect of docosahexaenoic acid and á-tocopherol enrichment in chicken sperm on semen quality, sperm lipid composition and susceptibility to peroxidation. Theriogenology, 66, 877-886
Cerolini, S., K.A. Kelso, R.C. Noble, B.K. Speake, F. Pizzi, & L.G. Cabalchin. 1997. Relationship between spermatozoa lipid composition and fertility during aging of chickens. Biol. Reprod. 57:976-980.
Cerolini, S., Gliozzi, T.M., Pizzi, F., Parodi, L., Maldjian, A., and Noble, R. (2002) Relationship Between Lipid Components and Cell Functions in Spermatozoa of Domestic Animals, Prog. Nutr. 4(2), 1-4.
Cook, H.W. (1996) Fatty Acid Desaturation and Chain Elongation in Eucaryotes, in Biochemistry of Lipids, Lipoproteins and Biomembranes, Vance, D.E. and Vance, J., Elsevier, Amsterdam, pp. 129-152.
Daferera DJ, Ziogas BN and Polissiou MG. 2003. The effectiveness of plant essential oils on the growth of Botrytis cinerea Fusarium sp. and Clavibacter michiganensis subsp. Michiganensis. Crop Protection 22: 39-44.
Darin-Bennet, A., Poulos, A., and White, I.G. (1974) The Phospholipids and Phospholipid-Bound Fatty Acids and Aldehydes of Dog and Fowl Spermatozoa, J. Reprod. Fert. 41, 471-474.
Devasagayam TPA, Tilak JC, Boloor KK, Sane Ketaki S, Ghaskadbi Saroj S, Lele RD. 2004. Free Radicals and Antioxidants in Human Health: Current Status and Future Prospects. Journal of Association of Physicians of India (JAPI) 52: 796.
Djenane D, Sanchez-Escalante A, Beltran JA and Roncales P. 2002. Ability of a-tocopherol taurine and rosemary in combination with vitamin C to increase the oxidative stability of beef steaks packaged in modified atmosphere. Food Chemistry 76:407-415.
Erkan, N. Ayranci, G. and Ayranci, E., 2008. Antioxidant activities of rosemary (Rosmarinus Officinalis L.) extract, blackseed (Nigella sativa L.) essential oil, carnosic acid, rosmarinic acid and sesamol. Food Chemistry 110: 76-82.
Farid, A., M.J. Zamiri & J. Pourreza. 1987. Evaluation of poultry population of southern Iran. I – Problems and prospects of poultry production in rural areas. World Rev. Anim. Prod. 23:13-19.
Fellenberg MA, Speisky H. 2006. Antioxidants: their effects on broiler oxidative stress and its meat oxidative stability. World Poultry Sci J. 2006; 62(1): 53-7.
Feroman, D. P., and A. J. Feltmann. 1998. Sperm mobility: A quantitative trait of the domestic fowl (Gallus domesticus). Biology of Reproduction. 58: 379.
Finkel T, Holbrook NJ. 2000. Biology of ageing. Nature, 408:239-247.
Froman, D.P., and Thurston, R.J. (1984) Decreased Fertility Resulting from Treatment of Fowl Spermatozoa with Neuraminidase or Phospholipase C, Poul. Sci. 63, 2479-2482.
Froman,D.P. & J.D. Kirby. 2000. Male reproduction. In: Reproduction in Farm Animals (B. Hafez and E.S.E. Hafez, Eds.), 7th edn., Lippincott, Williams and Wilkins, Philadelphia, p. 237-242.
Grogan, W.M., and Huth, E.G. (1983) Biosynthesis of Long-Chain Polyenoïc Acids from Arachidonic Acid in Culture of Enriched Spermatocytes and Spermatids from Mouse Testis, Lipids, 18, 275-284.
Halliwell B. 1974. Superoxide Dismutase, Catalase and Glutathione Peroxidase: Solutions to the Problems of Living with Oxygen. New Phytologist. 73-6: 1075-1086.
Hammer KA, Carson CF, and Riley TV. 1999. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. Journal of Applied Microbiology 86: 985-990.]
Hancock JL. 1951. A Staining Technique for the Study of Temperature-Shock in Semen. Nature, 167: 323-324.
Harris, J.R., J.A. Benson & R.S. Sellers. 1984. The influence of day length, body weight and age on reproductive ability of broiler breeder cockerels. Poultry Sci. 63:1705-1710.
Hernandez F, Madrid J, Garcia V, Orengo J and Megias MD. 2004. Influence of two plant extracts on broilers performance digestibility, and digestive organ size. Poultry Science 83:169-174.
Inatani R, Nakatani N and Fuwa H. 1983. Antioxidative effect of the constituents of rosemary (Rosmarinus officinalis L.) and their derivatives. Agricultural Biology Chemistry 47: 521-528.
Inoue K, Takano H, Shiga A, Fujita Y, Makino H, and Yanagisawa R.2005. Effects of volatile constituents of a rosemary extract on allergic airway inflammation related to house dust mite allergenin mice. International Molecular Medicine Journal: 16 (2): 315-319.
Jacobs, S.(2002) L-carnitine feed distributors meeting. Update Poultry Prague, June 30th to july 3rd.
Kahkonen M, Hopia AI, Vuorela HJ, Rauha JP, Pihlaja K, Kujla TS, et al. Antioxidant activity of plant extracts containing phenolic compounds. J Agric Food Chem 1999;47:3954-3962.
Kelso, K.A., Cerolini, S., Noble, R.C., Sparks, N.H.C., and Speake, B.K. (1996) Lipid and Antioxidant Changes in Semen of Broiler Fowl from 25 to 60 Weeks Old, J. Reprod. Fert.106, 201-206.
Kliskic M, Radosevic J, Gudic S and Katalinic VL. 2000. Aqueous extract of Rosmarinus officinalis as inhibitor of Al±Mg alloy corrosion in chloride solution. Journal of Applied Electrochemistry 30: 823-830.
Labbé, C., Loir, M., Kaushick, S., and Loir, M. (1995) Thermal Acclimation and Dietary Lipids Alters the Composition but not the Fluidity of Trout Sperm Plasma Membranes, Lipids 30, 23-33.
Lemonica IP, Demasceno DC, Di-Stasi LC. 1996. Study of the embryonic effects of an extract of rosemary (Rosmarinus officinalis L.). Brazilian Journal of Medical Biology Research: 29(2): 223-227.
Lin, D.S., Connor, W.E., Wolf, D.P., Neuringer, M., and Hachey, D.L. (1993) Unique Lipids of Primate Spermatozoa: Desmosterol and Docosahexaenoïc Acid, J. Lipid Res. 34, 491-499.
Malo C, Gill L, and Martin F. 2010. Anti-oxidant supplementation improve boar sperm charasterictics and fertility after cryopreversation: comparison between systein and rosemary. Cryobiology: 61:142-147.
Martínez-Cayuela M. Oxygen free radicals and human disease. Biochemie 1995; 77(3): 147-61.
Minnunni M, Wolleb U, Mueller O, Pfeifer A, Aeschbacher HU. 1992. Natural antioxidants as inhibitors of oxygen Natural antioxidants as inhibitors of oxygen species induced mutagenicity. Mutation Research: 269(2): 193-200.
Naraghy M. 2003. Curative flowers and plants. Amir Kabir Press. Iran. 240 PP.
Neuman, S. L., Lin, T., Hester, P. Y.(2000) The effect of dietary carnitine on semen traits of white leghorn roosters. Poultry Sci. 81: 495-50.
Oehlert, G. W. 2000. Comparing models: The analysis of variance. Pages 44-52 in A First Course in Design and Analysis of Experiments. W. H. Freeman and Co., New York, NY.
Pawar, V. C. and Thaker, V. S. 2007. Evaluation of the anti-Fusarium oxysporum sp. cicer and anti-Alternaria porri effects of some essential oils. World Journal of Microbiology and Biotechnology 23:1099-1106.
Penny, P.C., Noble, R.C., Maldjian, A., and Cerolini, S. (2000) Potential Role of Lipids for the Enhancement of Boar Fertility, Pigs News Inf. 21, 119-126.
Poulos, A., Darin Benett, A., White, I.G., and Hoskin, D.O. (1973) The Phospholipid Bound Fatty Acids and Aldehydes of Mammalian Spermatozoa, Comp. Biochem. Physiol. 46, 541-549.
Ramadan T. A., Taha T. A., Samak M. A. & Hassan A. (2009). Effectiveness of exposure to long day followed by melatonin treatment on semen characteristics of Damascus male goats during breeding and non-breeding seasons. Theriogenology, 71, 458-468.
Reiter R. J., Tan D. X., Manchester L. C., Paredes S. D., Mayo J. C. & Saniz R. M. (2009). Melatonin and reproduction revisited. A mini review. Biologly of Reproduction, 81, 445-446.
Rettersol, K., Haugen, E.B., and Christopherson, B.O. (2000). The Pathway from Arachidonic to Docosapentaenoic Acid (20:4n-6 to 22:5n-6) and from Eicosapentaenoic to Docosahexaenoic and from Eicosapentaenoïc to Docosahexaenoïc Acid (20:5n-3 to 22:6n-3) Studied Intesticular Cells from Immature Rats, Bioch. Biophys. Acta 1483, 119-131.
Rodriguez C., Mayo J. C., Sainz R. M., Antolin I., Herrera F., Martin V. & Reiter R. J. (2004). Regulation of antioxidative enzymes: a significant role for melatonin. A mini review. Journal of Pineal Research, 36, 1.9.
Romano, C.S., Abadi, K., Reppeto, V., Vojnov, A.A. and Moreno, S., 2009. Synergistic antioxidant and antibacterial activity of rosemary plus butylated derivatives. Food Chemistry, 115(2): 456-461.
Room A. 1988. A Dictionary of True Etymologies. Taylor & Francis. p. 150. ISBN 978-0-415-03060-1.
Rosenstrauch A and Friedlander M. 2007. Spermatozoa retention causes the normal reduction of fertility in aging roosters. Acta Microscopica 16 No1-2,(Supp.2).
Santoyo S, Cavero S, Jaime L, Ibañez E, Señoráns FJ and Reglero G. 2005. Chemical composition and antimicrobial activity of Rosmarinus officinalis L. essential oil obtained via supercritical fluid extraction. Journal of Food Protection 68(4): 790-795.
Sardesai, V.M. (1992) Biochemical and Nutritional Aspects of Eicosanoids, J. Nutr. Biochem. 3, 562-579.
Scott, T.W. (1973) Lipid Metabolism of Spermatozoa, J. Reprod. Fert. suppl. 18, 65-76.
Sexton, K.J. & J.A. Renden. 1988. Effects of feeding regimen during early development on body composition, gastrointestinal tract size and semen quality of broiler breeder cockerels after maturation. Poultry Sci. 67:835-841.
Sharafi M, Zhandi M, Sharif A. 2013. In vitro assessment of rosemary extract for cryopreservation of ram semen. Small Ruminant Research. In press.
Sies H. Antioxidants in Disease, Mechanisms and Therapy. New York: Academic Press; 1996.
Smith-Palmer A, Stewart J and Fyfe L. 1998. Antimicrobial properties of plant essential oils and essences against five important food-borne pathogens. Applied Microbiology 26:118-122.
Soller, M., H. Schindler & S. Bornstein. 1965. Semen characteristics, failure of insemination and fertility in Cornish and White Rock males. Poultry Sci. 44:424-432.
Sotelo-Felix, J.I., Martinez-Fong, D. and Muriel, P. 2002. Protective effect of carnosol on CCl (4)-induced acute liver damage in rats. Eur J Gastroenterol Hepatol., 14: 1001-1006.
Stubbs, C.D., and Smith, A.D. (1984) The Modification of Mammalian Polyunsaturated Fatty Acid Composition in Relation to Membrane Fluidity and Function, Biochim. Biophys. Acta. 779, 89-137.
Stradaioli, G., Zelli, R., Chiodi, P., Monaci, M.(2004) Effect of L- carnitine administration on the seminal characteristics of oligoasthenospermic stallions. Theriogenol.62:761-777.
Surai P. F., Brillard J. P., Speake B. K., Blesbois E., Seigneurin F. & Sparks N. H. (2000). Phospholipid fatty acid composition, vitamin E content and susceptibility to lipid peroxidation of duck spermatozoa. Theriogenology, 53, 1025-1039.
Taddei I, Giachetti D, Taddei E and Mantovani P. 1988. Spasmolytic activity of peppermint, sage and rosemary essences and their major constituents. Fitoterapia., 59: 463-468.
Terpinc, P., Bezjak, M. and Abramovic, H., 2009. A kinetic model for evaluation of the antioxidant activity of several rosemary extracts. Food Chemistry, 115(2): 740-744.
Valenzuela A, Sanhueza J, Alonso P, Corbaria A and Nieto S. 2004. Inhibitory action of conventional food-grade natural antioxidants and natural antioxidants of new development on the thermalinduced oxidation of cholesterol. International Journal of Food Science and Nutrition 55: 155-162.
Vareltzis K, Koufidis D, Gavriilidou E, Papavergou E and Vasiliadou S. 1997. Effectiveness of natural rosemary (Rosmarinus officinalis) extract on the stability of filleted and minced fish during frozen storage. Springer Verlag 205:93-96.
Zanganeh L, Zhandi M, Zare Shahne A, Towhidi A. 2013. Does rosemary extract have effect on the goat semen. Small Ruminant Research. In Press.
Zaniboni L. & Cerolini S. (2009). Liquid storage of turkey semen: Changes in quality parameters, lipid composition and susceptibility to induced in vitro peroxidation in control, n-3 fatty acids and alphatocopherol rich spermatozoa. Animal Reproduction Science, 112, 51-65.
Zaniboni L. & Cerolini S. (2009). Liquid storage of turkey semen: Changes in quality parameters, lipid composition and susceptibility to induced in vitro peroxidation in control, n-3 fatty acids and alphatocopherol rich spermatozoa. Animal Reproduction Science, 112, 51-65.
1- Atchez, 1380
2- Soller et al., 1965
3- Harris et al., 1984
4- Cerolini et al., 1997
5- Bajpai, 1963
6- Sexton and Renden, 1988
7- Farid et al., 1987
8- Froman and Kirby, 2000
9 – Sardesai, 1992
10 – Donogo and Vishart, 2000
11 – Leik and Stowart, 1978
12- Froman and Kirby, 2000
13- Sexton and Renden, 1988
14- Surai et al., 1998
15- Cerolini et al., 1997
16- Surai et al., 2000
17- Cerolini et al., 2006
18- Utero-Vaginal glands (UVG)
19 – Capacitation
20 – Bearer and Friend, 1982
21 – Cook, 1996
22 – Stubbs and Smith, 1984
23 – Gerogan and Huth, 1983
24 – Poulos et al., 1983
25 – Rettersol et al, 2000
26 – Lin et al., 1993
27 – Rettersol et al, 2000
28 – Labbe et al., 1995
29 – Penny et al., 2000
30 – Kelso et al., 1996
31 – Darin-Bennet et al., 1974
32 – Froman and Thurston
33 – Surai et al., 2000
34- Martinez, 1995
35- Devasagayam et al., 2004
36- Sies, 1996
37- Fellenberg and Speisky, 2006
38- Halliwell, 1974
39- Arachidonic Acid (C20:4n-6)
40- Docosatetraenoic Acid (C22:4n-6)
41- Breque et al., 2003
42- Zaniboni and Cerolini, 2009
43- Rosenstrauch and Friedlander, 2007
44- Ramadan et al., 2009
45- Reiter et al., 2009
46- Rodriguez et al., 2004
47- Room, 1988
48- Inoue et al., 2005
49- Taddei et al., 1998
50- Cineole
51- Camphor
52- Bornyl acetate
53- Erkan et al., 2008
54- Romano et al., 2009
55- Terpinc et al., 2009
56- Brake et al., 1998
57- Johnson, 2011
58- Devasagayam et al., 2004
59- Rosenstrauch and Friedlander, 2007
60- Halliwell, 1974
61- Room, 1988
62- Inoue et al., 2005
63- Taddei et al., 1998
64- Daunroof, 2010
—————
————————————————————
—————
————————————————————