بررسی ارزیابی شناساگرهای متابولیسم استخوان و تنش اکسیداتیو در موش های صحرایی هیپرلیپیدمیک درمان



دانشگاه شیراز
دانشکده دامپزشکی
نیمسال دوم سال تحصیلی 92-91 شماره پایان نامه: 1404
پایان نامه برای دریافت درجه دکترای عمومی دامپزشکی از دانشگاه شیراز
موضوع:
ارزیابی شناساگرهای متابولیسم استخوان و تنش اکسیداتیو در موش های صحرایی هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوزاژ رایج و بالای نیاسین
توسط:
فهیمه سنائی اردکانی
این پایان نامه در تاریخ 30/6/1392 با رتبه عالی معادل نوزده و نود و هفت صدم (97/19 ) مورد پذیرش هیات داوران قرار گرفت.
هیات داوران:
1- دکتر طهورا شمالی ( استاد راهنما و رئیس هیات داوران) ………………………………………….. (استادیار)
2-دکتر مهدی فاضلی (استاد مشاور) ……………………………………………………………………………… (استادیار)
3-دکتر سعید نظیفی (استاد مشاور) ……………………………………………………………………………….. (استاد)

معاون پژوهشی دانشکده دامپزشکی رئیس دانشکده دامپزشکی
دانشگاه شیراز دانشگاه شیراز
دکتر عبد الحمید میمندی پاریزی دکتر عزیزاله خداکرم تفتی

تقدیم به:
پدر و مادر عزیزم
به پاس
عاطفه سرشار و محبت بی دریغشان
گرمای امید بخش وجودشان
قلب مهربان و بزرگشان
که همواره در پناهشان ترس و دودلی در من به شجاعت می گراید

تشکر و قدردانی
سپاس خدایی را در تمام طول دوره تحصیلم تنها مونس و یاری دهنده من در این راه بود.
تشکر صمیمانه دارم از استاد عزیزم خانم دکتر شمالی، که صبورانه مرا در انجام این پایان نامه یاری دادند.
از اساتید فرهیخته و عزیزم جناب آقای دکتر نظیفی و جناب آقای دکتر فاضلی، به دلیل حسن دقت و توجهشان در تصحیح این پایان نامه و راهنمایی های دلسوزانه شان که همواره یاری گر من بودند، بسیار سپاسگزارم.
متشکرم از جناب آقای دکتر طباطبایی که با لطف بی نهایتشان ریاست بر جلسه دفاعم را متقبل شدند.
از خانم دکتر صباغ زاده که در طول انجام پایان نامه با من همراهی داشتند متشکرم.
بر خود لازم می دانم که از خانم دکتر دانش که در تمام این سال ها همواره در کنار من بودند تشکر و قدردانی نمایم.
از دوستان عزیزم خانم ها دکتر تاج الدینی، زارعی و مذکور و دیگر دوستانم در ورودی 86 کمال تشکر و قدردانی را دارم.
از زحمات بی دریغ آقای دکتر جلایی، آقای مهندس رهسپار و خانم فرش نشان صمیمانه تشکر می کنم.
همچنین از خانواده ام به ویژه پدر و مادر عزیزم که همواره دلگرمی من در این سال ها بودند و هستند، بی صبرانه پیشرفتم را می خواهند و صبورانه به من درس زندگی می دهند صمیمانه قدردانی می نمایم.

چکیده
ارزیابی شناساگرهای متابولیسم استخوان و تنش اکسیداتیو در موش های صحرایی هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوزاژ رایج و بالای نیاسین
هدف از پژوهش حاضر ارزیابی تاثیر احتمالی نیاسین در مقادیر رایج برای کاهش دادن لیپیدهای سرمی و نیز مقادیر بالا بر شناساگرهای متابولیسم استخوان و تنش اکسیداتیو در موش های صحرایی هیپرلیپیدمیک بوده است. به این منظور 24 سر موش صحرایی ماده از نژاد Dawley – Sprague به طور تصادفی به 4 گروه تقسیم و به شرح زیر درمان شدند؛ گروه 1: (کنترل) جیره غذایی معمولی، گروه 2: به مدت 15 روز با جیره پر چرب حاوی 20% روغن آفتابگردان، 2% کلسترول و 5/0% اسید کولیک و پس از آن تا روز 40 با جیره حاوی 10% روغن آفتابگردان، 1% کلسترول و 25/0 % اسید کولیک، تغذیه شدند. گروه 3: جیره پر چرب (نظیر گروه 2)+ نیاسین 200 میلی گرم بر کیلو گرم روزانه بصورت خوراکی با گاواژ (دوزاژ رایج) و گروه 4: جیره پر چرب (نظیر گروه 2)+ نیاسین با دوزاژ بالا (300 میلی گرم بر کیلو گرم) روزانه خوراکی با گاواژ. لازم به ذکر است که تجویز نیاسین از روز 15 آغاز و تا پایان روز 40 ادامه یافت. در روز 15 از موش ها خونگیری و میزان کلسترول تام و تری گلیسرید سرمی اندازه گیری شد. در پایان دوره، خونگیری مجدد انجام و استخوان های ران راست و چپ خارج شد. درصد خاکستر استخوان ران چپ تعیین و از استخوان های ران راست به منظور اندازه گیری فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز و نیز میزان MDA استفاده شد. در ضمن میزان کلسترول تام و تری گلیسرید و PINP و CTX در سرم اندازه گیری شد.
مصرف جیره پرچرب موجب هیپرکلسترولمی واضح در روز 15 گردید که در پایان دوره نیز مشهود بود. هرچند میزان تری گلیسرید سرمی تفاوت معنی داری میان گروهها نشان نداد. مصرف نیاسین در گروه های 3 و 4 موجب کاهش میزان کلسترول تام شد و حتی توانست آن را به سطح گروه کنترل برساند. میزان PINP و CTX و درصد خاکستر استخوان تفاوت معنی داری در بین گروهها نداشت. فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز در گروه 2 در مقایسه با کنترل افزایش و میزان MDA کاهش یافت. تجویز نیاسین در گروههای 2 و 3 موجب افزایش فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز در مقایسه با گروه 2 شد و در ضمن نیاسین در دوزاژ رایج توانست کاهش محسوسی در میزان MDA نسبت به گروه 2 ایجاد نماید. در کل از مطالعه حاضر چنین بر می آید که تجویز نیاسین در دوزاژ رایج اثرات مطلوب قابل توجهی بر پارامترهای تنش اکسیداتیو در استخوان موشهای صحرایی هیپرکلسترولمیک دارد؛ بدون اینکه تاثیر محسوسی بر شناساگرهای متابولیسم استخوان داشته باشد.

فهرست مطالب
عنوان صفحه
فصل اول: مقدمه و هدف ……………………………………………………………………………………………………………………….. 1

فصل دوم: کلیات …………………………………………………………………………………………………………………………………… 3
1-2- هیپرلیپیدمی ………………………………………………………………………………………………………………………… 3
1-1-2- تشخیص هیپرلیپیدمی ……………………………………………………………………………………………….. 3
2-1-2- عوامل خطر برای هیپرلیپیدمی ………………………………………………………………………………….. 3
3-1-2- نشانه های بالینی ……………………………………………………………………………………………………….. 4
4-1-2-چگونگی آسیب رساندن به بدن ………………………………………………………………………………….. 4
5-1-2- انواع هیپرلیپیدمی ……………………………………………………………………………………………………… 5
1-5-1-2- اولیه ……………………………………………………………………………………………………………. 5
2-5-1-2- ثانویه …………………………………………………………………………………………………………… 5
6-1-2- تشخیص …………………………………………………………………………………………………………………….. 6
1-6-1-2- میزان کلسترول تام …………………………………………………………………………………… 6
2-6-1-2- میزان LDL-c ……………………………………………………………………………………………. 6
3-6-1-2- میزان تری گلیسرید …………………………………………………………………………………. 7
4-6-1-2- میزان ……………………………………………………………….. HDL-c 7
5-6-1-2- میزان بدون HDL-c ………………………………………………………………………………… 7
6-6-1-2- آزمون آپولیپو پروتئین B100 …………………………………………………………………… 7
7-6-1-2- CRP با حساسیت بالا (hs-CRP) ……………………………………………………………. 8
8-6-1-2- لیپو پروتئین a ……………………………………………………………………………………………. 8
9-6-1-2- آزمون آپولیپو پروتئین A1 ………………………………………………………………………… 9
10-6-1-2- آزمون های ژنتیکی ………………………………………………………………………………… 9
7-1-2- ملاحظات قبل از درمان …………………………………………………………………………………………… 9
8-1-2- درمان ……………………………………………………………………………………………………………………….. 9
1-8-1-2- تغییر در سبک زندگی ……………………………………………………………………………. 9
2-8-1-2- دارو درمانی …………………………………………………………………………………………….. 10
2-2- متابولیسم استخوان …………………………………………………………………………………………………………….. 18
1-2-2- تنظیم متابولیسم استخوان ………………………………………………………………………………………. 19
1-1-2-2- تعادل بین کلسیم و فسفر ………………………………………………………………………… 19
2-1-2-2- هورمون رشد ………………………………………………………………………………………………. 20
3-1-2-2- هورمون تیروئید …………………………………………………………………………………………. 20
4-1-2-2- استروژن و آندروژن ………………………………………………………………………………….. 21
5-1-2-2- کورتیزول و گلوکوکورتیکوئیدهای مرتبط ………………………………………………. 21
6-1-2-2- فشار مکانیکی …………………………………………………………………………………………… 21
7-1-2-2- وضعیت تغذیه ( لپتین) ……………………………………………………………………………. 22
2-2-2- شناساگرهای متابولیسم استخوان …………………………………………………………………………… 22
1-2-2-2- شناساگرهای ساخت استخوان …………………………………………………………………… 22
2-2-2-2- شناساگرهای تحلیل استخوان ………………………………………………………………….. 22
3-2-2- اختلالات متابولیسم استخوانی ………………………………………………………………………………….. 23
1-3-2-2- استئوپوروز …………………………………………………………………………………………………. 23
4-2- تنش اکسیداتیو …………………………………………………………………………………………………………………… 25
1-3-2- شناساگرهای تنش اکسیداتیو …………………………………………………………………………………… 25

فصل سوم: مواد و روش کار ………………………………………………………………………………………………………………. 27
1-3- وسایل و مواد مورد استفاده ………………………………………………………………………………………………… 27
2-3- طرح آزمون …………………………………………………………………………………………………………………………. 29
3-3- روش کار ……………………………………………………………………………………………………………………………… 29
1-3-3- خونگیری ……………………………………………………………………………………………………………………. 29
2-3-3- درمان با نیاسین ………………………………………………………………………………………………………… 30
3-3-3- برداشت استخوان ران راست و چپ ………………………………………………………………………….. 30
4-3-3- تعیین وزن و درصد خاکستر استخوان های ران چپ ………………………………………………. 30
5-3-3- اندازه گیری کلسترول تام …………………………………………………………………………………………. 30
1-5-3-3- آماده سازی نمونه ها …………………………………………………………………………………… 30
2-5-3-3- اندازه گیری کلسترول تام با استفاده از کیت کلسترول …………………………….. 31
6-3-3- اندازه گیری تری گلیسرید سرم ……………………………………………………………………………….. 31
1-6-3-3- آماده سازی نمونه ها …………………………………………………………………………………… 31
2-6-3-3- اندازه گیری تری گلیسرید با استفاده از کیت تری گلیسرید …………………….. 31
7-3-3- اندازه گیری فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز ………………………………………………………. 32
1-7-3-3- آماده سازی نمونه ها …………………………………………………………………………………… 32
2-7-3-3- اندازه گیری فعالیت آنزیم …………………………………………………………………………….. 33
8-3-3- اندازه گیری آنزیم مالون دی آلدهید (MDA) …………………………………………………………… 35
1-8-3-3- آماده سازی نمونه ها …………………………………………………………………………………….. 35
2-8-3-3- اندازه گیری …………………………………………………………………………………………………… 35
9-3-3- اندازه گیری میزان PINP …………………………………………………………………………………………… 36
1-9-3-3- اماده سازی نمونه ها ………………………………………………………………………………………. 36
2-9-3-3- اندازه گیری میزان PINP با روش الیزا …………………………………………………… 36
10-3-3- اندازه گیری میزان CTX ………………………………………………………………………………………. 38
11-3-3- آنالیز اماری داده ها ………………………………………………………………………………………………. 39
فصل چهارم: نتایج ………………………………………………………………………………………………………………………………. 40
1-4- پارامترهای لیپیدی سرم ………………………………………………………………………………………………….. 40
1-1-4- میزان کلسترول تام سرم ………………………………………………………………………………………… 40
2-1-4- میزان تری گلیسرید سرم …………………………………………………………………………………………. 41
2-4- شناساگرهای متابولیسم استخوان …………………………………………………………………………………….. 41
1-2-4- میزان PINP و CTX سرم ………………………………………………………………………………………. 41
3-4- پارامترهای تنش اکسیداتیو ………………………………………………………………………………………………. 42
1-3-4- میزان فعالیت آنزیم SOD و میزان MDA …………………………………………………………… 42
4-4- میزان درصد خاکستر ………………………………………………………………………………………………………….. 42
5-4- وزن موش ها در اول و پایان دوره ………………………………………………………………………………………. 43

فصل پنجم: بحث و نتیجه گیری ………………………………………………………………………………………………………… 44

فهرست منابع و مآخذ ………………………………………………………………………………………………………………………….. 48

فهرست جداول
عنوان صفحه
جدول 1-4- ……………………………………………………………………………………………………………………………………… 40
جدول 2-4- ……………………………………………………………………………………………………………………………………… 41
جدول 3-4- ……………………………………………………………………………………………………………………………………… 41
جدول 4-4- …………………………………………………………………………………………………………………………………….. 42
جدول 5-4- …………………………………………………………………………………………………………………………………….. 42
جدول 6-4- …………………………………………………………………………………………………………………………………….. 43

فصل اول
مقدمه و هدف

نیاسین (ویتامین B3 یا اسید نیکوتینیک) در مقادیر فارماکولوژیک موجب کاهش میزان کلسترول و تری گلیسریدها و افزایش میزان HDL-c سرمی می شود (Villines و همکاران، 2012) و لذا به عنوان یکی از پرکاربرد ترین داروها در درمان دیس لیپیدمی و آترواسکلروز به شمار رفته و به عبارتی یک داروی کاهنده لیپید با طیف اثر وسیع و نسبتا ایمن است (Kamanna and Kashyap، 2008). هرچند مهم ترین عارضه در درمان با نیاسین، ایجاد حالت گرگرفتگی1 است، اما پژوهشهای اندکی که در زمینه تاثیر این دارو بر پارامترهای استخوانی صورت پذیرفته است؛ نشان از اثرات نامطلوب آن بر استخوان دارد. از جمله این که مصرف نیاسین در مقادیر بالا به عنوان یک مکمل غذایی در مرغها همراه با ایجاد عوارض استخوانی و افزایش احتمال شکستگی در استخوان تیبیا بوده است (Johnson و همکاران، 1992؛1995). همچنین در پ‍‍ژوهش انجام شده توسط اخوان طاهری، تجویز نیاسین در دوز کاهنده لیپید آن (200 میلی گرم بر کیلوگرم)، سبب شدت گرفتن استئوپوروز القا شده با گلوکوکورتیکوئید در استخوان ران موش های صحرایی شد به گونه ای که موجب کاهش تعداد ترابکول ها و افزایش فاصله آنها در ناحیه متافیز گردید ( اخوان طاهری، 1390).
تنش اکسیداتیو نقش قابل توجهی در بیماری های استخوانی مانند استئوپوروز دارد. در پژوهش انجام شده توسط Muthusami و همکاران در سال 2005، نشان داده شد که ایجاد استئوپوروز در موشهای صحرایی به دنبال برداشت تخمدان، همراه با اختلال در سیستم آنتی اکسیدان استخوان
می باشد. همچنین نقش تنش اکسیداتیو در استئوپوروز القا شده با ویتامین A در موش صحرایی نیز بخوبی نشان داده شده است (Fahmy and Soliman، 2009). یکی از روش های غیر تهاجمی برای ارزیابی تغییرات استخوانی، ارزیابی شاخص های متابولیسم استخوان است که در بر گیرنده شناساگرهای مربوط به ساخت و شناساگرهای مربوط به تحلیل استخوان می شوند. PINP (پروپپتید انتهای N پروکلاژن نوع 1) یک شناساگر اختصاصی برای تعیین ساخت استخوان و CTX (تلوپپتید انتهای C کلاژن تیپ 1) یک شناساگر اختصاصی تحلیل استخوان است. این دو شناساگر امروزه بیش از دیگر شناساگرها در ارزیابی روند بیماری و پاسخ به درمان کاربرد دارند (Vasikaranو همکاران، 2011).
هدف از پژوهش حاضر ارزیابی تاثیر احتمالی نیاسین بر استخوان در هنگام کاربرد این دارو در مقادیر رایج برای کاهش دادن لیپیدهای سرمی و نیز مقادیر بالا با تکیه بر شناساگرهای متابولیسم استخوان و تنش اکسیداتیو در موش های صحرایی هیپرلیپیدمیک است.
فصل دوم
کلیات

1-2- هیپرلیپیدمی
هیپرلیپیدمی اشاره به افزایش لیپیدهای موجود در جریان خون شامل کلسترول و تری گلیسرید دارد که معمولا علامت بالینی خاصی نداشته ولی اغلب باعث افزایش خطر گرفتگی رگ های کروناری و ایجاد بیماری سرخرگ کروناری2 می شود که با ایجاد درد در قفسه سینه و گاهی حمله های قلبی همراه است (Rosenson ،2013).

1-1-2- تشخیص هیپرلیپیدمی
پروفایل لیپید های سرمی که اغلب اندازه گیری می شوند شامل کلسترول تام، LDL-c، HDL-c، VLDL-c و تری گلیسرید هاست، زمانی فرد به هیپرلیپیدمی مبتلا است که:
الف) سطح LDL-c از میزان mg/dl 130 بالاتر باشد.
ب) سطح HDL-c از میزان mg/dl 60 کمتر باشد.
ج) میزان تری گلیسرید بیشتر از mg/dl 150 باشد.
سطح کلسترول تام قابلیت تشخیصی چندانی ندارد، چرا که ممکن است این میزان کمتر از mg/dl 200 باشد که نرمال در نظر گرفته می شود ولی سطح HDL-c و LDL-c نامناسب باشد و یا بالعکس یعنی کلسترول تام بالاتر از mg/dl200 بوده ولی سطح HDL-c وc-LDL مناسب باشد.
هیپرلیپیدمی یک عامل خطرخاموش به شمار می رود زیرا هیچ علامت بالینی خاصی ندارد. در واقع بالا بودن سطح LDL-c و کم بودن HDL-c یک دلیل قوی برای ایجاد پلاک در سرخرگ هاست که از آن با عنوان آترواسکلروز3 نام برده می شود. آترواسکلروز در طی زمان منجر به انفارکتوس میوکارد قلب و بیماری های عروق محیطی می شود. مشخصا بالا بودن سطح LDL-c و کم بودن میزان HDL-c بیشتر از بالا بودن میزان کلسترول تام به این فرایند بیماری زا کمک می کند (Bones، 2012).

2-1- 2- عوامل خطر برای ایجاد هیپرلیپیدمی
به خصوص در افراد دارای ژن افزایش تولید کلسترول، احتمال هیپرلیپیدمی بالاست؛ در کنار این امر جیره غذایی هم نقش مهمّی دارد. چربی های اشباع و کلسترول موجود در محصولات حیوانی مثل گوشت وتخم مرغ و شیر می توانند در این زمینه مهم باشند. در بسیاری از موارد بالا بودن کلسترول ناشی از برآیند جیره و ژنتیک است. اگر این موارد با عوامل زیر همراه شوند امکان ابتلا بیشتر می شود:
الف) استعمال دخانیات
ب) کم بودنHDL-c
ج) بالا بودن فشار خون
د) دیابت
ز) سابقه ی فامیلی ابتلا به بیماری های قلبی
ه) سنّ بالاتر از 45سال در مردان و بالاتر از 55 سال در زنان
امکان ابتلا در همه ی موارد بالا با ورزش و اصلاح جیره ی غذایی کاهش می یابد (Bones، 2012).

3-1-2- نشانه های بالینی
بیماری نشانه بالینی خاصّی ندارد ولی می تواند خسارت عمیقی به بدن وارد کند. ایجاد سفتی در سرخرگ ها و تشکیل پلاک در عروق و به دنبال آن تنگ شدن مسیر عبور جریان خون از عوارض اصلی این بیماری است که در صورت درگیری عروق تغذیه کننده قلب می تواند منجر به ایجاد حالت قلب ببری4 شود (Bones ،2012).

4-1-2- چگونگی آسیب رساندن به بدن
همان گونه که ذکر شد افزایش LDL-c باعث ایجاد سفتی در دیواره سرخرگ ها وکاهش انعطاف پذیری عروق و تشکیل پلاک در عروق ارگان های مختلف می شود؛ مثلا در عروق کاروتید ایجاد بیماری سرخرگ کاروتید5 و در عروق کروناری ایجاد بیماری سرخرگ کروناری می کند که با درد در ناحیه ی گردن یا قفسه سینه یا علائم شبیه به آن همراه است. اگر قطعه ای از این پلاک ها جدا و وارد جریان خون شود می تواند ایجاد لخته کرده و مسیر عبوری جریان خون در ارگان های مختلف را ببندد مثلا حضور لخته در عروق مغزی ایجاد سکته های مغزی و در عروق کروناری باعث ایجاد حملات قلبی می شود. وجود سابقه ی حملات قلبی یا سکته، درد در ناحیه ی گردن، درد ناحیه دست ها و پاها، اگر با دو یا چند نشانه دیگر مثل کمتر بودن سطح HDL-c از میزان mg/dl40 (بالاتر بودن میزان آن از mg/dl 60 یا بیشتر از آن باعث کاهش میزان خطر می شود)، بیشتر بودن سطح تری گلیسرید از میزان mg/dl 150، می تواند باعث افزایش امکان بیماریهای قلبی شود (Bones،2012).

5-1-2- انواع هیپرلیپیدمی
دسته بندی در هر کدام از این گروه ها بر پایه الگوی لیپوپروتئین می باشد.

1-5-1-2- اولیه
شامل موارد زیر می شود:
الف) شیلومیکرونمی فامیلی6 که به صورت افزایش سطح شیلومیکرون ها به دلیل کمبود لیپوپروتئین لیپاز یا کوفاکتورهای آن می باشد.
ب) هیپرکلسترولمی فامیلی7 که در آن میزان LDL-c افزایش یافته ولی VLDL-c نرمال است.
ج) هیپرتری گلیسریدمی فامیلی8 که با افزایش تولید c- VLDLو با سطح نرمال یا کاهش یافته LDL-c مشخص می شود.
د) هیپرتری گلیسریدمی مخلوط فامیلی9 که در آن c-VLDL سرمی و شیلومیکرون ها هر دو افزایش می یابند.

2-5-1-2- ثانویه
در نتیجه بیماری های کبدی-صفراوی، چاقی مفرط، کم کاری تیروئید، دیابت، تغذیه نامناسب (جیره غنی از چربی های اشباع و کلسترول)، نوشیدن الکل، بیماری های کلیوی مثل سندروم نفروتیک و بعضی داروها (مهار کننده های پروتئاز HIV، مدرهای تیازیدی، استروئیدها و…) ایجاد می شود (Saadi ، 2008).
گلوکوکورتیکوئیدها و استروژن موجب افزایش تری گلیسرید و HDL-c می شوند، استروژن موجب سرکوب سیستم انتقال تری گلیسرید ها شده و شیلومیکرونمی و در نهایت پانکراتیت ایجاد می کند، استروئید های خوراکی بر خلاف تستوسترون قابل تزریق، باعث کاهش HDL-c می شوند، داروهای ضدّ فشار خون اثرات متفاوتی روی لیپید و لیپوپروتئین دارند؛ به این صورت که داروهای تیازیدی کوتاه اثر موجب افزایش کلسترول و تری گلیسرید و LDL-c شده در حالی که داروهای تیازیدی طولانی اثر، اثر خاصی روی لیپیدهای خونی ندارند، دارو های بلوک کننده گیرنده های آلفا10ممکن است باعث افزایش HDL-c شوند در صورتی که بتا بلوکر11 ها موجب افزایش تری گلیسرید و کاهش HDL-c می شوند، سیکلوسپورین باعث افزایش c-LDL و لیپوپروتئین a می شود، سایمتیدین، داروهای ضد تشنج و تاموکسیفن باعث افزایش HDL-c می شوند، از آنجایی که یک علت اولیه برای هیپرلیپیدمی کم کاری تیروئید است تیروکسین و TSH در درمان موارد خاص هیپرلیپیدمی به کار می روند (Stone، 1994).
اکثر هیپرلیپیدمی ها در اثر دیابت ملیتوس به همراه یکی از علل اولیه آن است (Saadi، 2008).
عواملی نظیر الکل، استروژن و استروئید و یا آبستنی می توانند برای هیپرلیپیدمی فامیلی کمک کننده بوده به این شکل که باعث اختلال در سیستم انتقال لیپیدهای اشباع و ساخت شیلومیکرون ها
می شوند (Stone، 1994).

6-1-2- تشخیص

1-6-1-2- میزان کلسترول تام
الف) کمتر از mg/dl200 ( mmol/lit17/5) نرمال است.
ب) mg/dl 239-200 ( mmol/lit18/6-17/5) مرزی است.
ج) بیشتر از mg/dl 240 (mmol/lit 21/6) بالا است (Rosenson، 2013).

2-6-1-2- میزان LDL-c
تست اندازه گیری بعد از 14-12 ساعت ناشتایی انجام می شود ولی تست دیگری در این زمینه وجود دارد که می تواند در حالت غیر ناشتا هم انجام شود ولی اطلاعات این دو تست کمی با هم متفاوت است.
الف) برای کسانی که بیماری قلبی ندارند: کمتر از mg/dl 130 (129-100)
ب) برای بیماران قلبی و سایر بیماری ها مثل دیابت و فشار خون کمتر ازmg/dl 100
ج) در بیماران بسیار شدید قلبی کمتر از mg/dl70
د) در کودکان کمتر از mg/dl35
ز) سطح LDL-c به میزان mg/dl 159-130حدّ مرزی شناخته می شود و در میزان بیشتر از mg/dl 160 احتمال خطرات قلبی زیاد می شود (Bones، 2012).

3-6-1-2- میزان تری گلیسرید
بعد از 14-12ساعت ناشتا بودن تست انجام می گیرد.
الف) حدّ کمتر از mg/dl 150( mmol/lit69/1) نرمال است
ب) mg/dl 199-150 ( mmol/lit25/2-69/1) حدّ مرزیست
ج) mg/dl499-200 (mmol/lit 63/5-25/2) بالا و بیشتر از mg/dl 500 (mmol/lit 65/5 ) بسیار بالا شناخته می شود (Bones، 2012).

4-6-1-2- میزان HDL-c
بالاتر رفتن سطح آن از mg/dl60 (mmol/lit 55/1) احتمال بیماری سرخرگ کروناری قلب را کاهش می دهد. کمتر بودن آن از mg/dl 40 در موارد افزایش کلسترول خون، احتمال بیماری سرخرگ کروناری قلب را افزایش می دهد. این فاکتور می تواند در حالت غیر ناشتا هم اندازه گیری شود (Rosenson، 2013).

5-6-1-2-میزان بدون 12HDL-c
این فاکتور از تفریق HDL-cاز کلسترول تام حاصل می شود که فاکتور بهتری نسبت به LDL-c برای سنجش امکان ایجاد بیماری های قلبی به خصوص در افراد مبتلا به دیابت تیپ2 و در زنان است (Rosenson، 2013).

6-6-1-2-آزمون آپولیپو پروتئین B100 13
زمانی که به صورت فامیلی یا شخصی هیپرلیپیدمی وجود دارد پزشک برای پایش هیپرلیپیدمی و تخمین ریسک ایجاد یا پیشرفت بیماری های قلبی و نیز تشخیص میزان کمبود apo-Bاز این تست استفاده می کند به این منظور نمونه خون فرد که 12ساعت ناشتا بوده لازم است.
در کبد لیپید با apo-B100 باند شده و تبدیل به لیپو پروتئین با چگالی خیلی کم (VLDL-c)
می شود که در اتّصال با لیپو پروتئین لیپاز در سرم به لیپو پروتئین با چگالی متوسط (IDL-c) و به همین ترتیب به لیپو پروتئین با چگالی کم (LDL-c) تبدیل می شود.
LDL-c برای یکپارچگی غشای سلولی، تولید شش هورمون مختلف و تولید دیگر استروئیدها نقش حیاتی دارد ولی افزایش آن می تواند باعث آترواسکلروز و افزایش حوادث قلبی شود. apo-B برای ورود کلسترول به داخل سلول ضروری است.
سطح apo-B100 آیینه ای از سطح LDL-c است و بعضی بر این عقیده اند که سطح apo-B100 نشانگر بهتری برای خطر ابتلاء به بیماری های قلبی نسبت به LDL-c است که البتّه اندازه گیری آن خیلی رایج نیست، در عوض تست های apo-A1 و Lp(a) و hc-CRP رواج بیشتری دارند (Zieve، 2012).

7-6-1-2- CRP با حساسیت بالا (14 (hs-CRP
اندازه گیری میزان hs-CRP همراه با سایر آزمون ها برای تخمین احتمال بروز بیماری های قلبی و توام با اندازه گیری میزان فسفولیپاز A2 همراه با لیپوپروتئین 15 برای بررسی التهاب عروق استفاده
می شود که افزایش آن نشانه افزایش احتمال بیماری های قلبی است.
اگر میزان آن کمتر از mg/dl1 باشد خطر کم، mg/dl3-1 خطر متوسط و بالای mg/dl3 خطر بیماری زیاد است.
داروهایی مثل ضد التهاب های غیراستروئیدی و استاتین ها می توانند باعث کاهش التهاب و در نتیجه کاهش CRP شوند. ولی همه ریسک فاکتورهای بیماری های قلبی و علل ثانویه هیپرلیپیدمی باعث افزایش سطح CRP می شوند Zieve)، 2012).

8-6-1-2- لیپو پروتئین a
در شرایط نرمال بودن میزان LDL-c و کلسترول، وجود مقادیر زیاد لیپوپروتئین a می تواند حاکی از احتمال بروز بیماری های قلبی و بیماری های عروق مغزی باشد.
این عامل به صورت ژنتیکی افزایش می یابد و با مصرف داروها و سبک اشتباه زندگی کاهش یا افزایش نمی یابد.
ولی با این حال بعضی شرایط غیر ژنتیکی مثل استروژن، کم کاری تیروئید، دیابت، بیماری های مزمن کلیوی و سندروم نفروتیک موجب افزایش آن می شوند Zieve)، 2012).

9-6-1-2- آزمون آپولیپو پروتئین A1
برای تخمین ریسک ایجاد بیماری های قلبی و هیپرلیپیدمی فامیلی و پایش تاثیر تغییر سبک زندگی و یا مصرف داروها استفاده می شود.
نسبت apo-B به apo-A برای تعیین احتمال ایجاد بیماری های قلبی-رگی به جای تعیین نسبت کلسترول تام به HDL-c کاربرد دارد.
کاهش apo-A همبستگی با کاهش سطح HDL-c دارد پس کاهش سطح apo-A به همراه افزایش apo-B می تواند نشانه بیماری های قلبی باشد Zieve)، 2012).

10-6-1-2-آزمون های ژنتیکی
برای تشخیص هیپرلیپیدمی فامیلی، شناخت وجود موتاسیون در ژن گیرنده LDL-c و Apo-B100 در تشخیص کمک کننده است Vergopoulos) و همکاران، 2002 ).

7-1-2- ملاحظات قبل درمان
سطح لیپیدهای خون با تغذیه مناسب و کاهش وزن، ورزش و دارو درمانی در حد مطلوب نگه داشته می شود.
در انجام درمان دانستن اینکه کدام لیپید و به چه میزان بالاست و همچنین مدت زمان وجود بیماری و توجه به وجود یا عدم وجود بیماری های قلبی کمک کننده است (Rosenson، 2013).

8-1-2- درمان
کاهش لیپید خون با بهبود سبک زندگی، درمان دارویی و یا هر دو صورت می گیرد اغلب توصیه به بهبود سبک زندگی قبل از شروع درمان دارویی مد نظر قرار می گیرد (Rosenson، 2013).

1-8-1-2- تغییر در سبک زندگی
تغییر عادات روزانه به صورت کاهش مصرف چربی های اشباع در جیره، کاهش وزن در صورت چاقی مفرط و یا وجود افزایش وزن، ورزش و خوردن وعده های غذایی غنی از میوه جات و سبزیجات و… پیشنهاد می شود.
ورزش از طریق ایجاد کاهش وزن، بهبود وضعیت قند خون در افراد دیابتی نوع2 ،کاهش فشار خون در ورزش های هوازی، بهبود میزان چربی و تری گلیسرید خون و افزایش HDL-c، کاهش استرس و افسردگی، بهبود گردش خون و تحمّل به ورزش در افراد مبتلا به آنژین (درد ناحیه ی قفسه ی سینه مربوط به کاهش خون رسانی قلب) نقش موثری دارد.
خوردن میوه جات و سبزیجات به دلیل داشتن فیبر موجب کاهش ابتلاء به بیماری های قلبی و حفاظت از بروز دیابت نوع2 و کنترل قند خون به خصوص در افراد دیابتی می شود.
ویتامین های آنتی اکسیدانی مثل A، C، Eو بتا کاروتن، مصرف گوشت سفید به جای گوشت قرمز، مصرف روغن های مایع غیر اشباع، عدم مصرف چربی های هیدروژنه نیز می تواند کمک کننده باشد.
روغن های ماهی مثل روغن ماهی کولی و تن شامل دو اسید چرب مهم به نام های DHA و EPA است که می تواند در کاهش تری گلیسرید و کاهش خطر مرگ ناشی از بیماری سرخرگ کروناری، نقش داشته باشد، مصرف روزانه 1گرم روغن ماهی در افرادی که مصرف کافی ماهی ندارند توصیه
می شود. پروتئین سویا حاوی ایزوفلاون ها است که نقش استروژن را تقلید می کنند، جیره حاوی مقادیر زیاد پروتئین سویا باعث کاهش آهسته در سطح کلسترول تام و LDL-c و تری گلیسرید و افزایش ملایم در HDL-c می شود. پروتئین حیوانی نمی تواند جایگزین پروتئین سویا و یا ایزوفلاون ها در این رابطه باشد. غذاهای حاوی سویا چون چربی اشباع را کم و چربی غیر اشباع را افزایش می دهند، می توانند سلامتی دستگاه قلبی-عروقی را به دنبال داشته باشند.
استرول ها و استانول های گیاهی می توانند باعث کاهش جذب کلسترول در روده شوند این ترکیبات به طور طبیعی در بعضی میوه ها و سبزیجات، روغن های گیاهی و دانه ها و گیاهان لگومینه وجود دارند.
باید توجّه شود که درمان هیپرلیپیدمی پروسه ی طولانی دارد هر چند مصرف دارو می تواند این پروسه را کاهش دهد، قبل از مصرف دارو حدود 12-6 ماه تغییر سبک زندگی انجام می شود و با توجّه به نظر کلینیسین و بسته به تاثیرگذاری آن و وضعیت بیمار مصرف دارو می تواند همراه با تغییر سبک زندگی باشد و یا بعد از 6 ماه در صورت عدم وجود شرایط بحرانی شروع می شود.
توقف در مصرف دارو قبل از درمان کامل، باعث افزایش مجدد لیپید می شود، راه حل کاهش یا توقف عوارض جانبی ناشی از مصرف داروی خاص قطع دارو نیست بلکه تغییر نوع داروست (Rosenson، 2013).

2-8-1-2- دارو درمانی
دارو درمانی با هدف کاهش سطح LDL-c و افزایش سطح HDL-c انجام می شود (Saadi، 2008).
داروهای ضّد هیپرلیپیدمی در 5 گروه دسته بندی می شوند:

الف) استاتین ها (مهار کننده های آنزیم HMG-COA ردوکتاز)16
مانند آتورواستاتین17، فلوواستاتین18، لوواستاتین19، پراواستاتین20، سیمواستاتین21 ، این گروه اغلب باعث کاهش LDL-c می شوند.
مکانیسم عمل این داروها به صورت زیر است:
الف) مهار آنزیم مربوط به سنتز درون زاد کلسترول یعنی آنزیم 3 هیدروکسی 3 متیل گلوتاریل کو آنزیم A ردوکتاز
ب) افزایش سنتز گیرنده های LDL-c در کبد
ج) افزایش پاکسازی LDL-c ازجریان خون
غلظت پلاسمایی کلسترول تام و LDL-c بعد از یک ماه مصرف دارو کاهش می یابد. این داروها اغلب همراه با سایر داروهای کاهنده لیپید استفاده می شوند.
این داروها معمولا از طریق صفرا و مدفوع و گاه ادرار دفع می شوند و به علت حضور ریتم شبانه روزی در سنتز گیرنده های LDL-c در کبد ، اگر استاتین ها در عصر مصرف شوند نسبت به مصرف آن ها در صبح موثرتر خواهند بود.
عوارض جانبی شامل موارد زیر است:
الف) ایجاد تغییرات ملایم در تست های فعالیت کبدی
ب) میوپاتی، رابدومیولیز و افزایش آنزیم کراتین فسفوکیناز که می تواند نارسایی کلیوی ایجاد کند (saadi، 2008).

ب) فیبرات ها22

جم فیبروزیل23، فنوفیبرات24 و فنوفیبریک اسید25 از جمله فیبرات ها محسوب می شوند.
مکانیسم عمل این داروها به شرح زیر است:
این داروها آگونیست گیرنده فعال شونده توسط تکثیر کننده پراکسی زوم نوع آلفا26 بوده و باعث افزایش بیان ژن و فعّالیّت آنزیم پلاسمایی لیپوپروتئین لیپاز شده و هیدرولیز VLDL-cو شیلومیکرون ها را زیاد می کنند در نتیجه کاهش سطح تری گلیسرید سرمی و افزایش پاک سازی LDL-c کبد و افزایش HDL-c را باعث می شوند.
این گروه از طریق گوارشی جذب شده و از طریق کلیه دفع می شوند.
عوارض جانبی این داروها عبارتند از:
– سمیت عضلانی ( درد و ضعف عضلانی) به خصوص در افرادی که مشکلات کلیوی دارند و یا این داروها را همزمان با استاتین ها مصرف می کنند ممکن است دیده شود.
-اثرات گوارشی
– برخی از این داروها ممکن است سبب افزایش احتمال ایجاد سنگ های صفراوی به دلیل افزایش دفع کلسترول در صفرا شوند (Saadi، 2008).

ج) ترکیبات متصل شونده به اسیدهای صفراوی27
مانند کلستیرآمین28، کلستی پل29، کل سولام30
مکانیسم عمل این داروها به شرح زیر است:
الف) این داروها به عنوان رزین های تبادل یونی اثر نموده و از طریق باند شدن به اسیدهای صفراوی در روده و ایجاد کمپلکس و در نتیجه افزایش دفع اسید صفراوی از مدفوع و افزایش تبدیل کلسترول به اسید صفراوی در کبد عمل می کنند.
ب) کاهش غلظت کلسترول داخل کبدی و افزایش جبرانی در گیرنده های LDL-c و کاهش سرمی LDL-c
ج) باند شدن با اسید صفراوی در روده و کاهش جذب کلسترول ورودی توسط غذا.
این داروها خوراکی مصرف می شوند ولی در روده نه جذب و نه متابولیزه شده و از طریق مدفوع دفع می شوند.
عوارض جانبی:
یبوست (اکثرا)، تهوع ، بی اشتهایی، اسهال، نفخ، گرفتگی و اسپاسم عضلانی، آسیب های کبدی و اختلال در جذب ویتامین های محلول در چربی، که همگی این عوارض وابسته به دوز هستند.
استفاده از اسپرزه می تواند باعث کاهش دوز مصرفی داروی مصرفی و در صورت بی احتیاطی افزایش ایجاد عوارض جانبی آن گردد (Saadi، 2008).

د) مهار کننده های جذب کلسترول31
مانند ازتیمیب32
مکانیسم عمل این دارو به این صورت است که با مهار انتخابی جذب روده ای کلسترول موجود در جیره و اسید صفراوی در روده کوچک و در نتیجه کاهش ارسال کلسترول از روده به کبد و کاهش ذخیره کلسترول کبدی و افزایش پاکسازی کلسترول در خون، موجب کاهش LDL-c، تری گلیسرید و افزایش HDL-c می شود.
این دارو عوارض جانبی زیادی ندارد.
هر چند این دارو با استاتین ها اثر سینرژیستی قوی ای دارد، همراه با نیاسین هم مصرف می شود (در صورتی که مصرف همزمان فیبرات ها یا نیاسین همراه با استاتین ها می توانست باعث میوپاتی شود) (Saadi، 2008).

ز) اسید نیکوتینیک یا نیاسین
مکانیسم عمل نیاسین به این شکل است که قویّا باعث مهار لیپولیز در بافت چربی می شود و اثرات کاهنده لیپیدی خود را از این طریق اعمال می کند.
نیاسین به صورت خوراکی مصرف و از راه ادرار دفع می شود (Saadi، 2008).
نیاسین نوعی ویتامین (B3) B است که در طولانی مدّت منجر به بهبود پروفایل کلسترول و چربی های سرمی می شود. این ویتامین در سلامت DNA و یا جبران آسیب به DNA نیز نقش دارد Mackay) و همکاران، 2012).
نیاسین در بهبود پروفایل چربی موجب 20 تا 50 درصد کاهش تری گلیسیرید، 10تا 25 درصد کاهش LDL-c و 10تا30 درصد افزایش HDL-c می شود ( Mackay و همکاران، 2012).
مکمل نیاسین در موارد کمبود این ویتامین ( بیماری پلاگر) مصرف می شود که این کمبود می تواند ناشی از مصرف الکل، سندروم سوء جذب، جیره غذایی ضعیف و مصرف طولانی مدّت بعضی داروها مثل ایزونیازید باشد Mackay) و همکاران، 2012).
علایم پلاگر شامل درماتیت، اسهال و جنون و حتی مرگ است.
کمبود کوتاه مدت آن می تواند علایمی از جمله افسردگی، اسهال، سرگیجه، خستگی، بوی بد دهان، سردرد و سوءهاضمه، بی خوابی، درد اندام، از دست دادن اشتها و افت قند خون و ضعف عضلانی، اشکالات پوستی و التهاب ایجاد کند.
دوزاژ مناسب برای رفع کمبود در مردان 18میلی گرم در روز و در زنان13 میلی گرم در روز است. البته تا 100 میلی گرم دراغلب مکمل ها استفاده می شود که مسئله مسمومیت با آن را باید مد نظر قرار داد. دوزهای بالاتر آن که کاهنده لیپید است می تواند ایجاد هیپراوریسمی و اختلالات کبدی کند که این عوارض با کاهش یا قطع دارو برگشت پذیر است. نیکوتینیک اسید نه نیکوتینامید در دوز بالاتر از mg 200 می تواند باعث گرگرفتگی و گشادی عروق خونی و در نتیجه کاهش فشار خون شود. دوز بالاتر منجر به خارش و بالا رفتن گلوکز خون و زخم گوارشی و مشکل کبدی می شود.
کسانی که مصرف الکل دارند و یا کسانی که پروتئین کافی در جیره ندارند نیاز به مقدار بیشتری نیاسین دارند.
از عوارض جانبی مهم نیاسین ایجاد حالت گرگرفتگی است، سمیت کبدی، ناراحتی های گوارشی و سوءهاضمه و تهوع هم ایجاد می کند.
در حال حاضر دوز توصیه شده نیاسین برای مصرف روزانه 16-14میلی گرم در روز است هر چند مطالعات اخیر نشان داده است که مصرف 2 میلی گرم در روز نیاسین باعث افزایش ترشح هورمون رشد می شود که البتّه باید با دقّت مصرف شود.
نیاسین معمولا به صورت مکمل مولتی ویتامین در دسترس است که می تواند در طیف گسترده ای از مکمل های بر پایه پروتئین و مکمل های کاهنده لیپید به دلیل نقش ویتامین های گروه B در متابولیسم و سوخت وساز بدن و تولید انرژی و به عنوان تقویت کننده اثر هورمون رشد به همراه آن مطرح باشد. لازم به ذکر است که در صورت مصرف همزمان آنها و بدون توجّه به حضور نیاسین در هر کدام از آنها می تواند منجر به ایجاد سمیت کبدی شود.
به غیر از نیکوتینیک اسید فرمهای دیگر نیاسین نیکوتینامید33 و اینوزیتول هگزا نیکوتینات34 بوده ولی اشکال دیگر نیاسین در بهبود پروفایل چربی چندان مفید نیستند ( Mackay و همکاران، 2012).
نیاسین در کبد از آمینواسید تریپتوفان تولید می شود، حدودا mg 60 تریپتوفان در تولید 1 mg نیاسین نقش دارد (Jacobson ، 2007).
کاهش سطح آهن موجب کاهش در تولید ویتامین B3 می شود (Oduho و همکاران، 1994).
داروهای مهار کننده پمپ پروتون35 به شکل مستقیم و غیر مستقیم باعث کاهش ویتامین می شوند این دارو ها مثل امپرازول باعث کاهش دسترسی روده ها به ویتامین Cکه یک نقش کلیدی در جذب آهن دارد شده و در نتیجه کاهش آهن، تولید نیاسین هم کاهش می یابد. به روش مستقیم نیز کاهش اسیدیته معده عاملی در کاهش جذب نیاسین محسوب می شود.
بهبود اثرات مربوط به درمان همزمان نیاسین با کروم در مطالعه Bolkentو همکاران در سال 2004 نشان داده شد که نه تنها منجر به کاهش لیپید های سرمی می شود بلکه باعث نوسازی بعضی از سلول های کبدی هم می شود (Bolkent و همکاران، 2004).
نیاسین مستقیم نمی تواند به نیکوتینامید تبدیل شود امّا هر دو ترکیب در بدن می تواند به NAD وNADP تبدیل شوند و به عنوان پیش ساز آنها مطرح اند (Cox و همکاران، 2000).
نیکوتینیک اسید، نیکوتینامید و تریپتوفان هر سه به عنوان کوفاکتورNAD وNADP عمل
می کنند (Vergopoulos و همکاران، 2002)..
نیاسین در تعمیر DNA و تولید هورمون های استروئیدی در غده آدرنال نقش دارد ( Knipو همکاران، 2000).
نیاسین در سن بالاتر از 50 به منظور افزایش HDL-cو کاهش احتمال بیماری های قلبی-رگی استفاده می شود (Cox و همکاران، 2000).
از نظر اثرات درمانی باید گفت که نیاسین یک داروی قدیمی کاهنده لیپید و ضد آترواسکلروز است. به این صورت که سطح LDL-c ، VLDL-c و تری گلیسرید را کاهش ولی سطح HDL-cرا افزایش می دهد ( Valkoو همکاران، 2007) و باعث کاهش بیماری های قلبی می شود ( Barterو همکاران، 2007).
نیاسین با گیرنده GPR109 A باند و آن را تحریک می کند که این امر باعث مهار تجزیه چربی ها در بافت چربی می شود ( Knopp و همکاران، 1998).
نیکوتینامید قادر به باند شدن با این گیرنده نبوده و در نتیجه نمی تواند روی کاهش لیپید های خونی اثر بخش باشد.
اسید های چربی که از تجزیه لیپید ها در بافت چربی حاصل می شوند به صورت طبیعی در سنتز VLDL-c در کبد نقش دارند که آن ها هم پیش ساز تولید LDL-c می باشند. پس نیاسین منجر به مهار تجزیه چربی ها و کاهش غلظت اسید های چرب آزاد خون و کاهش ترشح VLDL-c و کلسترول از کبد می شود (Katzung، 2006).
اثرات درمانی نیاسین بر روی پروفایل لیپیدی به تاثیر آن بر روی گیرندهGPR109 A (که گیرنده HCA36 نیز نامیده می شود) بستگی دارد. این گیرنده از نوع گیرنده های جفت شده با پروتئین G بوده و در بافت چربی و طحال و سلول های ایمنی و کراتینوسیت ها به مقدار زیاد بیان می شود (Lukasova و همکاران، 2011).
GPR109 Aموجب کاهش تولید cAMP شده و در نتیجه لیپولیز را کاهش می دهد و به این ترتیب اسید چرب آزاد مورد نیاز کبد برای تولید تری گلیسرید و VLDL-c و در نتیجه LDL-cدر کبد کاهش می یابد (Gille و همکاران، 2008).
هم چنین باعث مهار آنزیم مهم در تولید تری گلیسرید یعنی دی آسیل گلیسرول آسیل ترانسفراز 37 می شود (Villines و همکاران، 2012).
کاهش سطح LDL-cاز طریق تسریع در از بین رفتن Apo-Bو کاهش ترشح VLDL-cو LDL-c است (Kamanna and Kashyap ، 2008).
مکانیسم افزاینده HDL-c خوب شناخته نشده است ولی ممکن است با مهار بیان زنجیره بتای ATP سنتتاز کبدی باعث کاهش کاتابولیسم HDL-c در کبد و افزایش میزان آن می شود و همچنین از طریق کاهش کاتابولیسم بین HDL-cو APo-A1 باعث افزایش نیمه عمر HDL-c می شود (Kamanna and Kashyap ، 2008).
سایر اثرات این دارو به صورت اثرات ضد ترومبوز و ضد التهاب بودن رگی و بهبود فعالیت اندوتلیال می باشد (Wu و همکاران، 2010).
نیاسین به تنهایی یا با دیگر کاهنده های لیپید مثل ازتیمیب، کاهنده خطرات قلبی است (Lukasova و همکاران، 2011).
نیاسین اثر ضد ترومبوزی خود را از طریق کاهش مولکول های چسبنده اندوتلیال نظیر 38VCAM-1
و سیتوکین هایی نظیر 39MCP1 و پروتئین های التهابی که در ثبات و ایجاد آترواسکلروز نقش دارند، انجام می دهد (Wu و همکاران، 2010).
تغییر در مولکول های چسبنده اندوتلیال و سیتوکین های گفته شده می تواند باعث فعال شدن گیرنده GPR109A در سلول های ایمنی از جمله ماکروفاژ و مونوسیت شود که باعث کاهش التهاب عروق از طریق کاهش حضور سلول های ایمنی در محل می گردد (Lukasova و همکاران، 2011).
نیاسین منجر به افزایش آدیپونکتین40 پلاسما در انسان و موش می شود ( Plaisanceو همکاران، 2009 ؛Westphal and Luley ، 2008).
تجویز نیاسین معمولا به صورت بدون نسخه انجام می شود و به عنوان یک مکمل مطرح می شود. نیاسین تند رهش بر کاهش سطح کلسترول نقش دارد و به دلیل سرعت در دفع آن از طریق بدن با حداقل سمیت کبدی و عوارض جانبی همراه بوده ولی ایجاد گرگرفتگی از عوارض آن می باشد.
ولی مصرف همزمان آن ها با لاروپی پرانت41 (دارویی که با پروستاگلندین D2 باند می شود) باعث کاهش بروز گشاد شدن رگ ها و در نتیجه گرگرفتگی تا بیش از 73 درصد می شود ( Kamannaو همکاران، 2008 ؛ Lai و همکاران، 2007).
از عوارض جانبی نیاسین همان طور که گفته شد می توان به گرگرفتگی 30-15 دقیقه تا دو ساعت بعد از مصرف نیاسین اشاره کرد که گاهی با خارش و سوزش همراه می باشد.
گرگرفتگی به دلیل پروستاگلندین E2و D2ایجاد می شود به این صورت که گیرنده GPR109A سلول های لانگرهانس اپیدرم و کراتینوسیت ها را فعال می کند ( Benyoو همکاران، 2005 و 2006).
سلول های لانگرهانس از مسیر سیلکواکسیژناز 1 برای تولید PGE2استفاده می کنند که در ایجاد گرگرفتگی یا برافروختگی حاد نقش دارند در حالی که کراتینوسیت ها وابسته به مسیر سیکلواکسیژناز 2 هستند که در گشادکنندگی عروق نقش دارند ( Hansonو همکاران، 2010 ؛ Maciejewski-Lenoir و همکاران، 2006). برای کاهش گرگرفتگی مطالعات زیادی بر روی تغییر یا مهار مسیر پروستاگلندین ها انجام شده است Kamanna and Kashyap)، 2008).
این اثر از طریق بلاک گیرنده های GPR109Aو اثر بر تولید پروستاگلندین از سلول های لانگرهانس پوست وابسته است که این اثر بلاک کنندگی از طریق مصرف mg 300 آسپرین نیم ساعت قبل از مصرف نیاسین و یا مصرف یک قرص ایبوپروفن در روز و یا مصرف داروهای ضد پروستاگلندین مثل لاروپی پرانت انجام می شود. مصرف همزمان دارو با غذا هم باعث کاهش عوارض جانبی آن می شود (Katzung ، 2006؛ Barter ، 2006).
سمیت کبدی نیز ممکن است در اثر مصرف نیاسین ایجاد شود به این صورت که متابولیسم نیاسین در کبد انجام می شود که در نتیجه آمیداسیون نوعی متابولیت به نام نیکوتینوریک اسید42 ایجاد
می شود که در گرگرفتگی و همچنین تولید NADنقش دارد که در سمیت کبدی موثر است ( Gille و همکاران، 2008).
از روی دیگر مصرف زیاد نیاسین باعث افزایش قند خون می شود که در بیماری دیابت ملتیوس
می تواند نگران کننده باشد ولی اثر واقعی آن روی قند خون تنها 5 تا 10 درصد است. لذا بیماران دیابتی که از داروهای ضد دیابت شامل نیاسین استفاده می کنند برایشان مشکل ساز نبوده و نیاسین جز داروهای جلوگیری کننده بیماری های قلبی عروقی در این بیماران محسوب می شود (Keith و همکاران، 2006 ).
هیپراوریسمی که احتمال ایجاد نقرس را افزایش می دهد از دیگر عوارض نیاسین است.
نیاسین در دوز کاهنده لیپید می تواند در حیوانات آزمایشگاهی منجر به نواقص مادرزادی شود (Capuzzi و همکاران، 2000).
دوز های خیلی زیاد از نیاسین می تواند منجر به ماکولوپاتی43 شود که یک نوع ضخیم شدگی در ناحیه ماکولا (ناحیه ای در وسط شبکیه) است که در دید صحیح و تیز بینی نقش دارد و این ضخیم شدگی می تواند منجر به کوری شود که این کوری با کاهش دوز نیاسین برگشت پذیر است (Gass، 2003).

2-2- متابولیسم استخوان
واحدهای عملکردی سیستم استخوانی استئون یا سیستم هاورس44 نامیده می شوند. وضعیت استخوانی همواره به تعادل بین ساخت و تحلیل استخوان مربوط می شود که در سنین کودکی و نوجوانی ساخت استخوان بر تحلیل آن برتری دارد، بیشترین توده استخوانی در سنین حدود 20 سال ایجاد شده و بعد از آن تحلیل استخوانی نقش بیشتری دارد.
متابولیسم استخوان به دو نوع سلول شامل استئوبلاست ها و استئوکلاست ها مربوط می شود.
سلول های استئوبلاست انواعی از پروتئین ها مثل کلاژن نوع 1، استئوکلسین، استئونکتین تولید
می کنند و همچنین وظیفه معدنی کردن استئوئید را به عهده دارند.
منشا سلول های استئوکلاست سلول های بنیادین مغز استخوان است. تبدیل شدن سلول های بنیادین به سلول های استئوکلاست، توسط یکسری موادی که از استئوبلاست ها تولید می شوند و یا در نتیجه بعضی سیتوکین های خاص که از ماکروفاژ و دیگر سلول های التهابی حاصل می شوند مثل IL-1 و IL-6 و α TNF و نیز در اثر پروستاگلندین E می باشد.

1-2-2-تنظیم متابولیسم استخوان

1-1-2-2-تعادل بین کلسیم و فسفر
الف) کلسیم محلول، هیدروکسی آپاتیت، کلسی تونین
هیدروکسی آپاتیت حدود 70% وزن استخوان را تشکیل می دهد.
کلسی تونین با مهار فعالیت استئوکلاست ها باعث کاهش موقت در میزان کلسیم می شود و از سلول های کنار فولیکولی غده تیروئید ترشح می شود.
این ترکیب از ماهی سالمون به دست می آید هر چند امروزه به صورت نوترکیب هم تهیه می شود. کلسی تونینی که از ماهی تهیه می شود در 32-14 اسیدآمینه با نوع انسانی آن متفاوت بوده و حدود 10 برابر از آن قوی تر است ولی واکنش های ایمنی علیه آن به طور شگفت انگیزی کم است این دارو در مواردی مثل استئوپوروز و متاستاز های استخوانی که میزان تجزیه استخوان افزایش می یابد، به کار برده می شود.

ب) هورمون پاراتورمون ((PTH
از غده پاراتیروئید ترشح شده و از دو طریق عمده باعث افزایش میزان کلسیم خون می شود: از طریق اثر بر استخوان (افزایش تجزیه) و افزایش بازجذب کلسیم از کلیه ها.
استئوکلاست ها برای PTH گیرنده ندارند و به صورت غیر مستقیم و از طریق تحریک گیرنده سلول های استئوبلاست توسط PTH و تولید یکسری مواد از آنها که در فعالسازی و تکثیر استئوکلاست ها موثرند، اعمال اثر می کنند.
لیگاند گیرنده فعال کننده فاکتور هسته ای کاپا45 (RANK L) از استئوبلاست ها تولید و در مغز استخوان به همراه فاکتور محرک کلونی ماکروفاژ ( CSF-( M منجر به ایجاد ماکروفاژ و نوتروفیل از سلول های بنیادین خونساز شده که از این سلول ها هم در اثر PTH سیتوکین هایی تولید می شود که منجر به تولید استئوکلاست ها می شود.
از استئوبلاست ها پروتئین دیگری به نام استئوپروتگرین46 (OPG) تولید می شود و باعث خنثی سازی RANK-L می شود.
PTH باعث افزایش میزان M-CSF و RANK-L وکاهش میزان استئوپروتگرین شده و موجب افزایش تعداد استئوکلاست ها و تحلیل استخوان می شود.

ج) ویتامین D در جهت عملکرد PTH
باعث افزایش میزان کلسیم شده و بر خلاف PTH، موجب افزایش همزمان فسفر هم می شود، این ویتامین از طریق افزایش جذب کلسیم از دوازدهه و افزایش بازجذب کلسیم و فسفر از کلیه عمل کرده و منجر به رسوب آنها و معدنی کردن استخوان می شود.

2-1-2-2- هورمون رشد
هورمون رشد مسئول رشد طولی استخوان می باشد این هورمون یک پروتئین191 اسید آمینه ای است که از هیپوفیز قدامی تحت کنترل هیپوتالاموس ترشح می شود.
ترشح هورمون رشد توسط هورمون رها کننده هورمون رشد تحریک و توسط سوماتوستاتین مهار
می شود.
این هورمون دارای دو اثر یکی مستقیم (سریع) و دیگری غیرمستقیم (کند) است. اثر مستقیم به این صورت است که هورمون به طور مستقیم باعث ایجاد لیپولیز و اثرات مخالف انسولین می شود از جمله موجب گلوکونئوژنز مهار ورود گلوکز به داخل عضلات می گردد.
سایر اثرات این هورمون مثل رشد غضروفها و استخوان به روش غیر مستقیم و از طریق تحریک هپاتوسیت ها برای تولید فاکتور رشد شبه انسولین شماره 147 انجام می دهد. سلول های دیگری مثل کندروسیت ها و استئوبلاست ها هم برای تولید IGF1 تحریک می شوند.

3-1-2-2- هورمون تیروئید
هر چند که هورمون رشد و IGF1 هورمون های لازم برای رشد استخوان و نگه داری توده استخوانی هستند ولی کافی نیستند هورمون های تیروئیدی و بسته به جنس، هورمون های استروژن یا اندوژن برای رشد استخوان ها لازم اند.
مثلIGF1، هورمون های تیروئیدی و استروئیدهای جنسی به طور غیر مستقیم تحت کنترل دستگاه عصبی مرکزی هستند.
هورمون های تیروئیدی برای رشد و نگهداری توده استخوانی لازم هستند.
گیرنده های هورمون های تیروئیدی در همه ارگان ها و گیرنده های هورمون های جنسی در اغلب بافت ها حضور دارند.
گیرنده های تیروئیدی در کندروسیت ها، سلول استرومال مغز استخوان، استئوبلاست ها و پیش ساز های استئوکلاست بیان می شوند.
هورمون T3 باعث افزایش فعالیت استئوکلاست ها می شود (Helmberg، 2009).

4-1-2-2-استروژن و اندروژن
کاهش این هورمون ها به دلایل مختلفی مثل هیپوگونادیسم و یا بعد از یائسگی در زنان، می تواند منجر به استئوپوروز شود و در افراد، متعاقب رسیدن به بلوغ به علت افزایش تولید اندروژن و یا استروژن، رشد تسریع می شود.
هورمون های جنسی به صورت غیر مستقیم باعث کاهش تعداد استئوکلاست ها می شوند به این شکل که مثلا باعث تحریک تولید OPGبه وسیله استئوبلاست ها می شود که مهار کننده تولید ,TNFα ,IL-1 IL-6 است که نتیجه آن کاهش تکثیر استئوکلاست ها می باشد و یا از راه کاهش سطح و یا طول عمر استئوکلاست ها عمل می کند که این ها نهایتا باعث می شود که استروژن باعث کاهش تجزیه استخوان شود همچنین به صورت مستقیم تولید استخوان را تحریک می کند هر چند این موضوع همچنان مورد بحث است (Helmberg، 2009).

5-1-2-2- کورتیزول و گلوکوکورتیکوئید های مرتبط
گلوکوکورتیکوئید ها هم در تشکیل و هم تجزیه استخوانی نقش دارند. این ترکیبات از طریق مهار رونویسی ژن کلاژن و ژن استئوکلسین عمل می کند. همچنین باعث کاهش نیمه عمر استئوبلاست ها شده و از طرف دیگر با تحریک تولید RANK Lو مهار تولید OPG، منجر به افزایش تعداد و فعالیت استئوکلاست ها می شود (Helmberg، 2009).

6-1-2-2- فشار مکانیکی
وجود حرکات وکشش های مکانیکی منجر به حفظ توده استخوانی می شود و بر عکس عدم فعالیت منجر به کاهش توده استخوانی می گردد. به این صورت که این حرکات توسط استئوکلاست ها حس می شوند و وجود یا عدم وجود آنها باعث انتقال یا عدم انتقال سیگنال هایی می شود که تجزیه یا عدم تجریه استخوان را در پی دارد (Helmberg، 2009).

7-1-2-2- وضعیت تغذیه (لپتین)
لپتین با واسطه سیستم عصبی اتونومیک روی متابولیسم استخوان اثرگذار است. لپتین منجر به القا ایمپالس های هیپوتالاموسی و فعالیت سیستم عصبی سمپاتیک و تحریک گیرنده های بتا دو در سلول های استئوبلاست با نوراپی نفرین می شود که باعث تسریع یا کند کردن تکثیر و فعالیت استئوبلاست ها می شود، استئوکلاست ها هم تحت تاثیر این مسیرآدرنرژیک قرار دارند. حضور لپتین به عنوان یک سیگنال اولیه برای سیستم عصبی مرکزی است که بسته به عادات غذایی، فعالیت تولید مثلی و غیره متابولیسم استخوان را تنظیم می کند. چون سطح لپتین با مصرف غذا افزایش می یابد، بی اشتهایی منجر به کاهش سطح لپتین و در نتیجه استئوپوروز می شود ولی هنوز اثر لپتین روی متابولیسم استخوان به خوبی شناخته نشده چون دیده شده که کمبود تام لپتین از یک طرف باعث افزایش توده استخوانی شده است (Helmberg، 2009).

2-2-2- شناساگرهای متابولیسم استخوان

1-2-2-2- شناساگر های ساخت استخوان
فسفاتاز قلیایی، استئوکلسین و PINP (که توسط پوست، تاندون، لیگامنت، قرنیه، عروق خونی، غضروف و بسیاری دیگر از بافت ها ساخته می شود ولی منبع عمده آن استخوان است) از جمله مهمترین شناساگر های ساخت استخوان هستند که در سرم قابل اندازه گیری هستند.
2-2-2-2- شناساگر های تحلیل استخوان
این شناساگر ها در سرم یا ادرار قابل اندازه گیری هستند.
هیدروکسی پرولین از جمله فراورده های تخریب کلاژن بوده و اندازه گیری آن در ادرار یک تست قدیمی در تعیین تجزیه استخوان است. از دیگر شناساگر ها می توان به پیریدینولین و داکسی پیریدینولین که در ادرار اندازه گیری می شوند اشاره نمود.
تلوپپتید انتهای N کلاژن نوع 1 (( NTX48 که در سرم و ادرار وجود دارد و ناحیه اتصالی انتهای C کلاژن نوع 1(CTX)49 موجود در ادرار از جمله دیگر شناساگرهای تجزیه استخوان به شمار می روند.
همچنین دو آنزیم مربوط به استئوکلاست ها که می توانند نشانه فعالیت این سلول ها باشند عبارتند از:
1- فسفاتاز اسیدی مقاوم در برابر تارتارات موجود در سرم (TRAP)50
2- کاتپسین سرمی51 ( Moore، 2013 ).

3-2-2- اختلالات متابولیسم استخوانی
از این اختلالات می توان به استئوپوروز، راشیتیسم، استئومالاسی، تجزیه استخوان با وجود سابقه بیماری های التهابی، بیماری باژه و متاستاز های استخوانی اشاره کرد که در این میان استئوپوروز به اختصار توضیح داده می شود.

1-3-2-2- استئوپوروز
استئوپوروز اولیه و یا ناشناخته یکی از بیماری های رایج است که افراد اغلب در نیمه دوم زندگی با آن رو به رو می شوند. هرچند مکانیسم ایجاد آن در زنان و مردان شبیه هم است اما در زنان این روند سریع تر شروع می شود، چون کاهش سطح استروژن سریع تر از کاهش سطح آندوژن ها آغاز
می شود. در زنان این عارضه به نام استئوپوروز یائسگی نامیده می شود .
از عمده علایم آن می توان به شکستگی های استخوانی اشاره کرد که اغلب در گردن استخوان ران و یا بدنه مهره ها رخ می دهد. اغلب این شکستگی ها در اوج کمبود این هورمون ها و کاهش توده استخوانی دیده می شود.
الف) استئوپوروز اولیه
در ایجاد استئوپوروز اولیه عوامل متعددی دخیل اند از جمله:
1-کاهش سطح استروژن و یا آندروژن
2-کاهش فعالیت فیزیکی
3- کمبود دریافت ویتامین D و کلسیم
4- نقصان تماس با نور فرابنفش خورشید و در نتیجه کاهش تولید ویتامین D به صورت درون زاد.
5-اختلال عملکرد کلیوی که می تواند به دنبال دیابت، سخت شدن سرخرگ ها و غیره ایجاد شود که در این حالت در نتیجه نارسایی هیدروکسیلاسیون در موقعیت 1 که برای فعال سازی ویتامین D لازم است میزان ویتامین D فعال کاهش می یابد (Helmberg، 2009).

ب) استئوپوروز ثانویه
عوارض جانبی ناشی از بعضی داروها، اختلالات مربوط به غدد درون ریز، اختلالات تغذیه ای و مشکلات گوارشی و یا دستگاه صفراوی، اختلالات مغز استخوان و عدم فعالیت و غیره از عوامل ایجاد استئوپوروز ثانویه به شمار می روند.
استئوپوروز ثانویه در ادامه بعضی بیماری ها مثل پر کاری غدد پاراتیروئید، افزایش کورتیزول خون، پر کاری غده تیروئید، بی اشتهایی و بعضی نئوپلاسم ها مثل میلوما ایجاد می شود.
بسیاری از داروها می توانند القا کننده استئوپوروز باشند مثل جایگزین های هورمون های تیروئیدی، داروهای ضد صرع، ضد افسردگی، داروهای کاهنده اسید در دستگاه گوارش و مدرهای موثر بر قوس، هپارین، وارفارین، ویتامین A و سیکلوسپورین و… ( Helmberg، 2009؛O'Connell ، 2010).
تشخیص این عارضه در بسیاری از موارد پس از ایجاد شکستگی های پاتولوژیک است (O'Connell، 2010).
اندازه گیری تراکم استخوان52 که معمولا از طریق DXA53 صورت می گیرد کمک کننده است.
اساس DXAتهیه دو رادیوگراف با انرژی های بالا و پایین از بافت مورد نظر است که در نهایت نمره54 T حاصل می شود. نمره Tدر استئوپوروز کمتر از 5/2 است.
روش های دیگر مثل QCT55 که روش سخت و هزینه بری است ولی اطلاعات زیادی به دست
می دهد، نیز وجود دارد.
روش های درمانی مورد استفاده در استئوپوروز که به صورت رایج مورد استفاده قرار می گیرند شامل موارد زیر می شوند:
جایگزین استروژن برای جبران کمبود استروژن در زمان پس از یائسگی استفاده می شود که البته در طولانی مدت باعث ایجاد یک سری عوارض جانبی می شود.
ترکیباتی چربی دوست که به گیرنده استروژن متصل می شود مثل رالوکسیفن در این زمینه پیشنهاد می شود. این دارو یک اثر شبیه استروژن در استخوان ایفا می کند و پیشرفت استئوپوروز را کاهش می دهد و در غدد پستانی در کاهش بروز سرطان های پستانی نقش دارد، ولی به دلیل این که ریسک فاکتوری برای ترومبوز عروق و ایجاد کارسینومای اندوتلیوم عروق و بیماری های عروقی مطرح است کاربرد مفید آن کاهش می یابد.
بیس فسفونات ها، کلسیم، ویتامین D، افزایش فعالیت بدنی و استفاده از نور خورشید نیز توصیه
می شود (Helmberg، 2009).
ریسک فاکتورهای مربوط به استئوپوروز عبارتند از :
ژنتیک (اثر بر تراکم استخوان)، هورمون های جنسی (هیپوگونادیسم و یائسگی) ، بی اشتهایی و عدم فعالیت بدنی، بعضی بیماری ها مثل پرکاری غده تیروئید، پرکاری غده فوق کلیوی، پرکاری غدد پاراتیروئید، برخی دارو ها، سیگار، مصرف الکل، کمبود کلسیم و ویتامین Dو کاهش شدید وزن (Helmberg، 2009).

4-2- تنش اکسیداتیو
تنش اکسیداتیو اشاره به عدم تعادل بین تولید گونه های فعال اکسیژن ( ROS)56 و توانایی بیولوژیک بدن در سم زدایی و یا تعمیر و جبران آسیب های سلولی وارده دارد و با افزایش سطح گونه های فعال اکسیژن مشخص می شود که تعادل سیستم اکسیداسیون- احیای سلولی را مختل می کند
( Halliwell، 2007).
گونه های فعال اکسیژن که نقش دو گانه ای را بازی می کنند می توانند به دلیل آسیب رساندن به DNA و پروتئین و لیپید غشای سلول آسیب رسان باشند اما در غلظت کم تا متوسط می توانند مفید باشند به این صورت که در فعالیت تعدادی از سیگنال سلولی و در بعضی پاسخ های سلولی
می توانند نقش فیزیولوژیک داشته و نیز در برابر عوامل عفونی می توانند مدافع بدن باشند.
گونه های فعال اکسیژن در متابولیسم استخوان می توانند نقش دو گانه داشته باشند. یکی اینکه
می توانند به عنوان یک عامل تعدیل کننده فعالیت سلول های استخوانی مطرح باشند و برای معدنی شدن لازم هستند (Filaire and Toumi، 2012) و دیگر اینکه پراکسیدها و رادیکال های آزاد از طریق آسیب رساندن به پروتئین و لیپید و DNA برای سلول می توانند نقش سمی داشته باشند و بعضی از آن ها می توانند در انتقال پیام سلولی اختلال ایجاد کنند (.Gustafson 2010).

1-4-2-شناساگرهای تنش اکسیداتیو
از میان شناساگرهای تنش اکسیداتیو آنزیم های آنتی اکسیدانی مثل سوپر اکسید دیسموتاز، کاتالاز و گلوتاتیون پر اکسیداز بسیار مهم اند، همچنین مالون دی آلدهید و کربونیل پروتئین ها به ترتیب به عنوان معیارهای پراکسیداسیون لیپیدها و اکسیداسیون پروتئین ها در نظر گرفته می شوند (Wauquier و همکاران، 2009).
در مطالعه حاضر از میان شناساگر های فوق فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز و میزان مالون دی آلدهید مورد ارزیابی قرار داده شده اند.
در کل، پژوهش حاضر سعی در روشن ساختن این مساله دارد که آیا هیپرلیپیدمی کوتاه مدت در ایجاد عوارض استخوانی به صورت تغییر در شناساگرهای متابولیسم استخوان و تنش اکسیداتیو تاثیر دارد؟ در ضمن نقش نیاسین در دوزاژ رایج و بالا در این زمینه مورد ارزیابی قرار داده خواهد شد.

فصل سوم
مواد و روش کار

1-3- وسایل و مواد مورد استفاده

1) موش صحرایی ماده بالغ نژاد Sprague-Dawley خریداری شده از مرکز پرورش حیوانات آزمایشگاهی دانشگاه علوم پزشکی شیراز، ایران
2) قفس موش های صحرایی از جنس پلی کربنات شفاف قابل اتوکلاو کردن
3) پلت های غذای موش صحرایی خریداری شده از مرکز پرورش حیوانات آزمایشگاهی دانشگاه علوم پزشکی شیراز، ایران
4) خاک اره جهت بستر موش های صحرایی
5) روغن گیاهی آفتابگردان (شرکت صنعتی بهشهر، تهران، ایران).
6) پودر کلسترول با خلوص بالای %99 (سیگما، آمریکا).
7) پودر کولیک اسید با خلوص بالای %98 (سیگما-آلدریچ، آمریکا).
8) پودر نیاسین
9) سرنگ انسولین
10) سر سوزن سرنگ انسولین با شماره 27
11) سرنگ 5 میلی لیتری
12) سوزن گاواژ مخصوص استفاده در موش صحرایی
13) سمپلر و سر سمپلر
14) میکروتیوب اپندورف
15) راک میکروتیوب اپندورف
16) قیچی و پنس
17) اسکالپل و تیغ اسکالپل
18) دستکش لاتکس
19) ترازوی دیجیتال با دقت 0001/0 گرم
20) سانتریفیوژ
21) فریزر 80- درجه سانتیگراد
22) دسیکاتور
23) هموژنایزر
24) آب مقطر
25) اتر (Merck، دارم اشتات، آلمان)
26) بافر Tris-HCl (سیگما، آمریکا).
27) هیدروکسی تولوئن بوتیله (Merck، دارم اشتات، آلمان).
28) اتانول (Merck، دارم اشتات، آلمان).
29) سدیم دو دسیل سولفات (Merck، دارم اشتات، آلمان).
30) معرف TBA (Merck، دارم اشتات، آلمان).
31) اسید استیک (Merck، دارم اشتات، آلمان).
32) سدیم هیدروکسید (Merck، دارم اشتات، آلمان).
33) بوتانول (Merck، دارم اشتات، آلمان).
34) پیریدین (Merck، دارم اشتات، آلمان).
35) دستگاه سونیکاتور
36) لوله آزمایش
37) بشر
38) یخ خرد شده
39) کوره
40) بوته چینی
41) هاون چینی
42) ازت مایع
43) فلاسک ازت مایع
44)کیت الیزای PINP موش صحرایی ( Shanghai Crystal Day Biotech Co.,LTD، شانگهای، چین).
45) کیت الیزای CTX موش صحرایی ( Shanghai Crystal Day Biotech Co.,LTD، شانگهای، چین).
46) کیت اندازه گیری کلسترول (شرکت من، تهران، ایران).
47) کیت اندازه گیری تری گلیسرید ( شرکت من، تهران، ایران).
48) کیت اندازه گیری آنزیم SOD (Randox lab. ، کراملین، انگلستان)

2-3- طرح آزمون
برای انجام کار از 24 سر موش صحرایی ماده با سن کمتر از 10 ماه از نژاد Sprague-Dawley استفاده شد. موش های صحرایی پس از انتقال به اتاق نگهداری حیوانات، هر یک وزن شده و به طور تصادفی در 4 قفس ضد عفونی شده قرار داده شدند (در هر قفس 6 موش صحرایی) و هر موش شماره گذاری شد. درجه حرارت محیط کنترل شده و 2 ± 23 درجه سانتیگراد بود. موش ها پس از طی دوره سازش پذیری به شرح زیر درمان شدند:
1) کنترل: این گروه در طول دوره جیره غذایی معمولی را دریافت کردند.
2) هیپرلیپیدمیک: این گروه به مدت 15 روز با جیره پر چرب حاوی 20% روغن آفتابگردان، 2% کلسترول و 5/0% اسید کولیک و پس از آن تا روز 40 با جیره حاوی 10% روغن آفتابگردان، 1% کلسترول، 25/0 % اسید کولیک تغذیه شدند (روش القای هیپرلیپیدمی و ارزیابی آن بر اساس پژوهش Bolkentو همکاران در سال 2004 انتخاب شده است).
3) هیپرلیپیدمیک (نظیر گروه 2)+ نیاسین 200 میلی گرم بر کیلو گرم روزانه بصورت خوراکی با گاواژ (دوزاژ رایج)
4) هیپرلیپیدمیک (نظیر گروه 2)+ نیاسین با دوزاژ بالای غیر کشنده (300 میلی گرم بر کیلو گرم) روزانه خوراکی با گاواژ.
لازم به ذکر است که تجویز نیاسین از روز 15 آغاز و تا پایان دوره (روز 40) ادامه یافت.

3-3- روش کار

1-3-3- خونگیری
در روز 15 از شروع مصرف جیره پر چربی، به منظور حصول اطمینان از ایجاد هیپرلیپیدمی خونگیری انجام شد. به این شکل که موش ها در داخل دسیکاتور حاوی پنبه آغشته به اتر قرار داده شدند و تحت بیهوشی از قلبشان خونگیری انجام شد به نحوی که بیهوشی یا خونگیری به مرگ موش ها منتهی نشود و خون هر موش در لوله آزمایشی که با شماره همان موش مشخص شده ریخته و به مدت یک ساعت در دمای آزمایشگاه قرار داده شد. سپس برای جداسازی سرم، لوله ها به مدت 10 دقیقه در سانتریفیوژ با سرعت 3000 دور در دقیقه قرار داده شدند. سرم در میکروتیوب های اپندورف ریخته شد و تا زمان استفاده در فریزر 80- درجه سانتیگراد نگهداری شد. سپس کلسترول تام و تری گلیسرید نمونه ها سنجیده شد. لازم به ذکر است که این مرحله در پایان دوره نیز به همین شکل انجام پذیرفت.

2-3-3- درمان با نیاسین
پس از روز 15، درمان حیوانات گروههای سه و چهار با نیاسین آغاز شد به این صورت که گروه سه روزانه با نیاسین با دوزاژ 200 میلی گرم بر کیلو گرم (دوزاژ رایج) و گروه چهار روزانه با نیاسین با دوزاژ 300 میلی گرم بر کیلوگرم (این دوزاژ با روش آزمون و خطا و به دلیل مرگ موش ها به دلیل مسمومیت با نیاسین با دوزاژ های بالاتر به دست آمد) بصورت معمول گاواژ داده شدند و این درمان در هر دو گروه تا روز 40 (به مدت 25 روز) ادامه یافت. لازم به ذکر است که نیاسین در آب به صورت سوسپانسیون تهیه شد و گروه های 1 و 2 با آب گاواژ می شدند.

3-3-3- برداشت استخوان ران راست و چپ
پس از خونگیری در پایان دوره، تمامی حیوانات با عمیق تر نمودن بیهوشی کشته شدند و سپس با اسکالپل محوطه شکمی و لگنی باز و پس از کنار زدن محتویات و دسترسی به استخوان ران راست و چپ، با فشار اندک سر استخوان ها خارج شد و استخوان ها از بافت های اطراف جدا و سپس بافت های نرم برداشته شد. استخوان های ران سمت چپ با شماره همان موش جهت تعیین درصد خاکستر، ضبط و استخوان های ران سمت راست با شماره همان موش تا زمان استفاده در فریزر 80- درجه سانتیگراد نگهداری شدند.

4-3-3- تعیین وزن و درصد خاکستر استخوان های ران چپ
استخوان های ران سمت چپ پس از خشک شدن در دمای محیط، با توجه به شماره استخوان ها با ترازوی دیجیتال با دقت 0001/0 وزن کشی و در بوته چینی (که قبلا با اسید شسته و چند ساعت در کوره قرار داده شده و در دمای آزمایشگاه خنک شده بودند) قرار داده شدند و در کوره با دمای 800 درجه سانتیگراد به مدت 8 ساعت خاکستر و وزن خاکستر با ترازوی دیجیتال با دقت 0001/ 0 گرم وزن کشی و درصد خاکستر به شیوه 100 × (خاکستر وزن )/(استخوان وزن) محاسبه شد.

5-3-3- اندازه گیری کلسترول تام

1-5-3-3- آماده سازی نمونه ها
میکروتیوب های اپندورف حاوی سرم خون موش ها از فریزر 80- درجه سانتیگراد خارج و در راک میکروتیوب اپندورف گذاشته شد تا در دمای محیط آزمایشگاه ذوب شوند.

2-5-3-3- اندازه گیری کلسترول تام با استفاده از کیت کلسترول
از کیت کلسترول شرکت من که بر اساس روش رنگ سنجی آنزیمی کلسترول اکسیداز و پراکسیداز است برای اندازه گیری میزان کلسترول تام استفاده شد.

الف)پیپت کردن
در لوله بلانک 10 میکرولیتر آب مقطر و 1 میلی لیتر معرف کاری ریخته شد.
در لوله استاندارد 10 میکرولیتر محلول استاندارد و 1 میلی لیتر معرف کاری اضافه شد.
در لوله های نمونه 10 میکرولیتر از نمونه مربوطه و 1 میلی لیتر معرف کاری اضافه شد.
پس از مخلوط کردن و قرار دادن لوله ها در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 5 دقیقه جذب نوری لوله ها در طول موج 500 نانومتر خوانده شد (دستگاه در مقابل بلانک صفر شد).

ب) محاسبه
غلظت نمونه بر حسب میلی گرم در هر دسی لیتر با استفاده از فرمول زیر محاسبه شد.
(نمونه نوری جذب )/(استاندارد نوری جذب ) × غلظت استاندارد (mg/dl 200)

6-3-3- اندازه گیری تری گلیسرید سرم

1-6-3-3- آماده سازی نمونه ها
میکروتیوب های اپندورف حاوی سرم خون موش ها از فریزر 80- درجه سانتیگراد خارج و در راک میکروتیوب اپندورف گذاشته شد تا در دمای محیط آزمایشگاه ذوب شدند.

2-6-3-3- اندازه گیری تری گلیسرید با استفاده از کیت تری گلیسرید
از کیت تری گلیسرید شرکت من که بر اساس روش رنگ سنجی آنزیمی گلیسرول اکسیداز و پراکسیداز است استفاده شد.

الف) پیپت کردن
در لوله بلانک 10 میکرولیتر آب مقطر و 1 میلی لیتر معرف کاری ریخته شد.
در لوله استاندارد 10 میکرولیتر محلول استاندارد و 1 میلی لیتر معرف کاری اضافه شد.
در لوله های نمونه 10 میکرولیتر از نمونه مربوطه و 1 میلی لیتر معرف کاری اضافه شد.
پس از مخلوط کردن و قرار دادن لوله ها در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 5 دقیقه جذب نوری لوله ها در طول موج 500 نانومتر خوانده شد.(دستگاه در مقابل بلانک صفر شد).

ب) محاسبه
غلظت نمونه بر حسب میلی گرم در هر دسی لیتر با استفاده از فرمول زیر محاسبه شد.
(نمونه نوری جذب )/(استاندارد نوری جذب ) × غلظت استاندارد (mg/dl 200)

7-3-3- اندازه گیری فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز
این آنزیم توسط کیت رانسود57 اندازه گیری شد.

نقش آنزیم سوپراکسید دیسموتاز (SOD) خنثی کردن رادیکال های سمی سوپراکسید تولید شده طی واکنش های انرژی زای اکسیداتیو و تبدیل آن ها به هیدروژن پراکسید و اکسیژن مولکولی می باشد. در این روش، از گزانتین58 و گزانتین اکسیداز59 (XOD) برای تولید رادیکال های سوپراکسید استفاده می گردد. این رادیکال های تولید شده با ماده ای موسوم به INT (2- (4-یدوفنیل)-3- (4- نیتروفنول)- 5- فنیل تترازولیوم کلراید) که در کیت موجود می باشد، واکنش داده و ماده قرمز رنگی موسوم به فرمازان60، تولید می کند. سپس میزان فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز از طریق اندازه گیری درصد مهار انجام واکنش تعیین می گردد. یک واحد از آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز، مقدار آنزیمی است که توانائی مهار 50 درصد از سرعت احیاء ماده INT را در شرایط آزمایش دارد.

1-7-3-3- آماده سازی نمونه ها
استخوان های ران سمت راست با توجه به شماره استخوان ها در هاون چینی قرار داده شده و پس از ریختن مقداری ازت مایع روی آن برای منجمد شدن، به طور کامل پودر شدند. مقدار 200 میلی گرم از پودر هر استخوان در لوله آزمایش شماره گذاری شده با شماره همان استخوان ریخته شد و با محلول Tris-HCl 1/0 مولار با 4/7 =pH به حجم 2 میلی لیتر رسانده شد و هر لوله به مدت 30 ثانیه سونیکه و سپس به مدت 10 دقیقه با دور 3000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد ( همه مراحل روی یخ خرد شده انجام شد) پس از سانتریفیوژ، مایع رونشین با سمپلر کشیده و در میکروتیوب اپندورف ریخته و تا زمان استفاده در فریزر 80- درجه سانتیگراد نگهداری شد. آماده سازی نمونه ها بر اساس پژوهش انجام شده توسط Fahmy و Soliman در سال 2009 با کمی تغییرات انجام شد.

2-7-3-3- اندازه گیری فعالیت آنزیم
آماده سازی معرف ها:
کیت شرکت راندوکس برای اندازه گیری سوپراکسید دیسموتاز، حاوی 4 نوع معرف به شرح زیر می باشد:
الف: معرف شماره 1 یا سوبسترای مخلوط : محتوی 05/0 میلی مول بر لیتر از ماده گزانتین و 025/0 میلی مول بر لیتر از ماده INT
ب: معرف شماره 2 یا بافر
ج: معرف شماره 3 یا گزانتین اکسیداز : محتوی 80 واحد بر لیتر از آنزیم گزانتین اکسیداز
د: استاندارد

روش آماده سازی معرف شماره 1:
یک ویال از معرف شماره 1 با 10 میلی لیتر آب مقطر مخلوط شد.
روش آماده سازی معرف شماره 2:
محتوی40 میلی مول بر لیتر از ماده CAPS با اسیدیته 2/10 و 94/0 میلی مول بر لیتر از ماده EDTA.
روش آماده سازی معرف شماره 3:
یک ویال از معرف شماره 3 با 10 میلی لیتر آب مقطر مخلوط شد.

روش آماده سازی معرف شماره 4 (استاندارد):
یک ویال از معرف شماره 4 با 10 میلی لیتر آب مخلوط شد. این محلول S6 نامیده می شود. جهت تهیه منحنی استاندارد، از محلول S6 رقت های مختلف به شرح زیر تهیه گردید :
تهیه S5 : 5 میلی لیتر از محلول S6 با 5 میلی لیتر بافرفسفات 01/0 مولار مخلوط گردید.
تهیه S4 : 5 میلی لیتر از محلول S5 با 5 میلی لیتر بافر فسفات 01/0 مولار مخلوط گردید.
تهیه S3 : 5 میلی لیتر از محلول S4 با 5 میلی لیتر بافر فسفات 01/0 مولار مخلوط گردید.
تهیه S2 : 3 میلی لیتر از محلول S3 با 6 میلی لیتر بافر فسفات 01/0 مولار مخلوط گردید.

برای اندازه گیری فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز به روش اسپکتروفتومتری، در طول موج 505 نانومتر، با کووت کوارتز، در دمای 37 درجه سانتی گراد و در مجاورت هوا، با توجه به جدول زیر، اقدام شد:

بلانک
استاندارد (S2-S6)
نمونه

–
–
ml 05/0
نمونه رقیق شده
–
ml 05/0
–
معرف استاندارد
ml 05/0
–
–
بافر فسفات 01/0 مولار
ml 7/1
ml 7/1
ml 7/1
معرف شماره یک آماده شده

روش تهیه محلول های مورد نیاز در اندازه گیری آنزیم SOD به طریقه اسپکتروفتومتری
پس از تهیه مخلوط های ذکر شده در جدول هر کدام با 25/0 میلی لیتر از معرف آماده شده شماره 3 (گزانتین اکسیداز)، مخلوط گردید و سریعاً توسط دستگاه اسپکتروفتومتری جذب آن پس از 30 ثانیه (A1) و نیز پس از 3 دقیقه (A2)، در مقابل هوا قرائت شد.
روش محاسبه :
ابتدا تغییر جذب در دقیقه (min / ) با توجه به فرمول زیر محاسبه گردید:

سپس با استفاده از فرمول های زیر درصد مهار برای استاندارد و نمونه محاسبه شد:
(نمونه برای دقیقه در جذب تغییر )/(بلانک برای دقیقه در جذب تغییر)×100 – 100 = درصد مهار برای نمونه

(استاندارد برای دقیقه در جذب تغییر )/(بلانک برای دقیقه در جذب تغییر)×100 – 100 = درصد مهار برای استاندارد
سپس منحنی استاندارد بر اساس درصد مهار محلول های مختلف استاندارد (S2 تا S6) در مقابل لگاریتم بر مبنای 10 غلظت های محلول های استاندارد رسم گردید (غلظت محلول استاندارد S6 در راهنمای کیت 71/4 ذکر گردیده است و غلظت دیگر استانداردها را می توان با ضرب کردن این عدد در فاکتور رقتشان بدست آورد).
آن گاه با استفاده از منحنی استاندارد و با داشتن درصد مهار هر نمونه، فعالیت سوپراکسید دیسموتاز برای هر نمونه بر حسب واحد بر میلی لیتر (ml / U) محاسبه گردید. سپس میزان فعالیت این آنزیم با استفاده فرمول زیر بر حسب واحد بر میلی لیتر پس از در نظر گرفتن فاکتور رقت محاسبه شد:

فاکتور رقت میزان SOD نمونه (ml / U) = میزان فعالیت SOD

در این جا فاکتور نهایی رقت، 200 می باشد و در نهایت با در نظر گرفتن میزان نمونه مورد استفاده برای تهیه فراورده بافتی میزان فعالیت این آنزیم به صورت U/mg گزارش شد.

8-3-3- اندازه گیری میزان مالون دی آلدهید (MDA )
مالون دی آلدئید (MDA) بر اساس روش اسیدتیوباربیتوریک که توسطPlacer و همکاران در سال 1966 طراحی گردید، اندازه گیری شد.
اسید تیوباربیتوریک و MDA با یکدیگر واکنش می دهند تا یک ترکیب باز-شیف در شرایط اسیدی و درجه حرارت بالا تشکیل دهند. در این حالت یک محصول رنگی بوجود می آید که می توان آن را به آسانی به روش اسپکتروفتومتری اندازه گیری کرد.

1-8-3-3- آماده سازی نمونه ها
از همان فراورده به دست آمده از بند 1-12-3-3 استفاده شد.
2-8-3-3- اندازه گیری
40 میکرولیتر از هر نمونه با 100 میکرولیتر آب مقطر رقیق شد و به ترکیب حاوی 8/2 میلی مول هیدروکسی تولوئن بوتیله (BHT) در 20 میکرولیتر اتانول، 40 میکرولیتر سدیم دو دسیل سولفات (81 گرم بر لیتر) و 200 میکرولیتر معرف TBA (TBA با غلظت 8 گرم بر لیتر با 200 میلی لیتر استیک اسید رقیق شده و با سدیم هیدروکسید در pH 5/3 تنظیم شد) اضافه گردید. این ترکیب به سرعت حرارت داده شد (10 دقیقه در 95 درجه سانتیگراد) و بوسیله آب، سرد گردید و پس از اضافه کردن یک میلی لیتر بوتانول/پیریدین با نسبت حجمی 1/ 15، حجم نهایی با آب مقطر به 2 میلی لیتر رسانده شد. بعداز اینکه این ترکیب به شدت بهم زده شد، لایه رویی بوسیله سانتریفیوژ جدا گردید (16000 دور در دقیقه، به مدت 3 دقیقه، در دمای اتاق). شدت رنگ محلول رویی با یک اسپکتروفتومتر UV-visible درجذب نوری 532 نانومتر اندازه گیری گردید.

9-3-3- اندازه گیری میزان PINP

1-9-3-3- آماده سازی نمونه ها
میکروتیوب های اپندورف حاوی سرم خون پایان دوره موش ها از فریزر خارج و در راک میکروتیوب اپندورف گذاشته شد تا در دمای محیط آزمایشگاه ذوب شوند.

2-9-3-3- اندازه گیری میزان PINP با روش الیزا
ELISA که مخفف Enzyme Linked Immuno Sorbant Assay می باشد یک تکنیک بیوشیمیایی است که عمدتا در ایمنی شناسی برای پی بردن به حضور آنتی بادی یا آنتی ژن در نمونه مورد بررسی، استفاده می شود. آزمایش با استفاده از
Rat Procollagen 1 N-terminal peptide (PINP) ELISA Kit انجام شد. در این روش کمی، ضریب تغییرات بین (inter-assay) و داخل (intra-assay) سنجش به ترتیب کمتر از 12% و کمتر از 10% و کمترین و بیشترین مقدار قابل اندازه گیری به ترتیب 5 و 2000 نانو گرم در هر میلی لیتر میباشد.

روش انجام الیزا
برای گرفتن نتیجه مطلوب باید پیپت کردن دقیق بوده و پایبندی به پروتکل لحاظ شود. با توجه به ملاحظات معمول به طور کلی در انجام الیزا، استاندارد ها و نمونه ها باید دو بار اندازه گیری شوند.

الف) رقیق سازی سریالی محلول استاندارد
لوله شماره 1: حاوی 120 میکرولیتر استاندارد original + 120 میکرولیتر استاندارد رقیق کننده (استاندارد شماره 5 با غلظت 1200 نانو گرم بر میلی لیتر)
لوله شماره 2: حاوی 120 میکرولیتر استاندارد شماره 5 + 120 میکرولیتر استاندارد رقیق کننده ( استاندارد شماره 4 با غلظت 600 نانو گرم بر میلی لیتر)
لوله شماره 3: حاوی 120 میکرولیتر استاندارد شماره 4 + 120 میکرولیتر استاندارد رقیق کننده ( استاندارد شماره 3 با غلظت 300 نانو گرم بر میلی لیتر)
لوله شماره 4: حاوی 120 میکرولیتر استاندارد شماره 3 + 120 میکرولیتر استاندارد رقیق کننده ( استاندارد شماره 2 با غلظت 150 نانو گرم بر میلی لیتر)
لوله شماره 5: حاوی 120 میکرولیتر استاندارد شماره 2 + 120 میکرولیتر استاندارد رقیق کننده ( استاندارد شماره 1 با غلظت 75 نانو گرم بر میلی لیتر)

ب) پیپت کردن
چاهک های A1/A2 برای بلانک، چاهک های A3/A4 برای استاندارد شماره 5 ، چاهک های A5/A6 برای استاندارد شماره 4 ، چاهک های A7/A8 برای استاندارد شماره 3 ، چاهک های A9/A10 برای استاندارد شماره 2 ، چاهک های A11/A12 برای استاندارد شماره 1 و چاهک های B1 تا C12 برای نمونه ها در نظر گرفته شدند.
50 میکرولیتر استاندارد های 1و 2و 3 و 4 و 5 در چاهک های در نظر گرفته شده، پیپت شد.
50 میکرولیتر Streptavidin-HRP در همه چاهک های استاندارد و تست پیپت شد.
40 میکرولیتر از هر کدام از نمونه ها در چاهک های تست مربوط به خود پیپت شد.
10 میکرولیتر PINP-antibody در همه چاهک های تست پیپت شد.
ج) چاهک ها با نوار آب بندی پوشانده شد و پلیت به مدت 1 ساعت، بر روی شیکر با سرعت 350 دور در دقیقه در دمای 37 درجه سانتیگراد قرار گرفته شد.
د) رقیق سازی محلول بافر شست و شو ×30 ( 30 بار ) :
36 چاهک باید با 35/0میلی لیتر از بافر رقیق شده، 5 بار شسته شوند که در هر بار شست و شو بافر شست و شو باید 2-1 دقیقه انکوبه شود.
به این منظور 63 = 35/0 ×36 × 5 میلی لیتر محلول بافر شست و شو رقیق شده لازم است که با فرض اینکه مقداری بافر هدر رود و جلوگیری از کم آمدن بافر 120 میلی لیتر بافر رقیق شده تهیه شد و 4 میلی لیتر از بافر شست و شو ×30 با 116 میلی لیتر آب مقطر رقیق شد و به منظور استفاده، ضبط شد.
ه) شست و شو: پس از 1 ساعت انکوباسیون، محتویات چاهک ها به یکباره خالی و چاهک ها 5 بار با 35/0 میلی لیتر بافر شست و شو آماده شده به خوبی شست و شو شد و بافر باید 2-1 دقیقه در چاهک ها انکوبه شود.
و) 50 میکرولیتر choromogen solusion A و سپس 50 میکرولیتر choromogen solusion B در همه چاهک های بلانک و استاندارد و تست پیپت شد.
ز)چاهک ها با نوار آب بندی پوشانده شد و پلیت به مدت 10 دقیقه در دمای 37 درجه سانتیگراد به دور از نور انکوبه شد.
ح) با افزودن 50 میکرولیتر از Stop solution به همه چاهک های بلانک و استاندارد و تست، واکنش در این چاهک ها متوقف شد (رنگ چاهک ها فورا از رنگ آبی به زرد تغییر کرد).
ی)میزان جذب در مدت حداکثر 15 دقیقه در طول موج 450 نانو متر اندازه گیری شد (دستگاه در برابر بلانک صفر شد).

تهیه منحنی استاندارد
استانداردهای شماره 1و 2و 3و 4و 5 به ترتیب دارای غلظت های 75 ، 150 ، 300 ، 600 و 1200 نانوگرم/ میلی لیتر می باشند.
1)جذب متوسط برای هر کدام از استانداردها از دو بار تکرار اندازه گیری محاسبه گردید
2)غلظت های استاندارد بر روی محور X در مقابل جذب نوری استانداردها بر روی محور Y رسم گردید.
3)با توجه به شیب خط منحنی استاندارد و جذب نوری به دست آمده برای هر کدام از نمونه ها، غلظت PINP آنها محاسبه گردید.

10-3-3- اندازه گیری CTX
آزمایش با استفاده از
Rat C-telopeptide of type 1 collagen (CTX-1) ELISA Kit انجام شد. در این روش کمی، ضریب تغییرات بین (inter-assay) و داخل (intra-assay) سنجش به ترتیب کمتر از 12% و کمتر از 10% و کمترین و بیشترین مقدار قابل اندازه گیری به ترتیب 05/0 و 20 نانو گرم در هر میلی لیتر میباشد.
تمام مراحل مانند بند 9-3-3 انجام شد.

11-3-3- آنالیز آماری داده ها
در پایان همه داده ها با روش ANOVA یک طرفه آنالیز شدند و سطح معنی داری p<0.05 برای تمامی مقایسه ها در نظر گرفته شد. آزمون post-Hoc مورد استفاده در این پژوهشTukey,s test بود که با نرم افزار11.5 SPSS انجام شد.

فصل چهارم
نتایج
1-4- پارامترهای لیپیدی سرمی
1-1-4- میزان کلسترول تام سرم
نتایج مربوط به اندازه گیری میزان کلسترول سرم در روز 15 در گروه های مختلف در جدول 1-4 آورده شده است. با توجه به استفاده از جیره پر چرب در گروه های2 و 3 و 4 و همچنین عدم شروع درمان با نیاسین تا روز 15، افزایش معنی داری در میزان کلسترول سرمی در گروه های 2 (هیپرلیپیدمیک) (003/0=p)، 3 (هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز رایج نیاسین) و 4 (هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز بالای نیاسین) (001/0( p< در مقایسه با گروه کنترل دیده شد. میان گروه های 2 و 3 و 4 از نظر آماری اختلاف معنی داری وجود نداشت (05/0< p).
میزان کلسترول سرمی در پایان دوره ( با توجه به شروع درمان با نیاسین در گروه های3 و4 از روز 15 به بعد به مدت 25 روز ) تفاوت معنی داری را بین گروه کنترل با گروه های3 و 4 نشان نمی دهد این در حالی است که اختلاف معنی داری بین میزان کلسترول سرم گروه 2 (عدم درمان با نیاسین ) با گروه کنترل (004/0 =p ) و همچنین گروه 2 با گروه های 3 ( 005/0 =p ) و 4 (031/0 =p ) وجود دارد نتایج در جدول 1-4 خلاصه شده است.

جدول 1-4: میزان کلسترول سرم (mg/dl) در روز 15 و پایان دوره (میانگین ± انحراف معیار) در گروه های مختلف
گروه ها

پارامتر
کنترل (1)
هیپرلیپیدمیک (2)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز رایج نیاسین (3)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز بالای نیاسین (4)
کلسترول سرم در روز 15 (mg/dl)

a5/14 ±8/60

b3/81±3/255

b8/59±1/341

b8/70±341
کلسترول سرم در پایان دوره (mg/dl)

a2/13±8/69

b8/21±9/111

a1/16±1/74

a9/6±1/78
حروف غیر همنام برای نشان دادن اختلاف معنی دار(05/0 (p<و حرف همنام برای نشان دادن عدم وجود اختلاف معنی دار(05/0< (p بین گروه ها به کار رفته است.
2-1-4- میزان تری گلیسرید سرمی
نتایج آورده شده در جدول 2-4 نشان می دهد که هیچ گونه اختلاف معنی داری بین گروه های مختلف از نظر میزان تری گلیسرید سرمی در روز 15 و پایان دوره وجود ندارد (05/0 <p ).

جدول 2-4: میزان تری گلیسرید سرم (mg/dl) در روز 15 و پایان دوره(میانگین ± انحراف معیار) در گروه های مختلف
گروه ها

پارامتر
کنترل (1)
هیپرلیپیدمیک (2)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز رایج نیاسین (3)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز بالای نیاسین زیاد (4)
تری گلیسرید سرم روز 15(mg/dl)

4/23±6/47

4/4±3/68

3/9±7/56

7/15±9/50
تری گلیسرید پایان دوره ((mg/dl

3/11±1/54

49±77

1/12±82

3/11±8/79

2-4- شناساگرهای متابولیسم استخوان
1-2-4- میزان PINP و CTX سرم
همان گونه که نشان داده شده است هیچ گونه تفاوت معنی داری بین گروه های مختلف در این دو فاکتور دیده نشد ( 05/0 < p).
جدول 3-4: میزان(ng/ml) PINPو CTX (میانگین ± انحراف معیار) در گروه های مختلف
گروه ها

پارامتر
کنترل (1)
هیپرلیپیدمیک (2)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز رایج نیاسین (3)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز بالای نیاسین (4)
PINP ((ng/ml
3/53±2/290
9/54±4/301
7/31±2/239
2/5±251
CTX ((ng/ml
3/48±2/295
9/56±2/238
1/38±2/275
2/20±224

3-4- پارامترهای تنش اکسیداتیو
1-3-4- میزان فعالیت آنزیم SOD و میزان MDA
نتایج به دست آمده در مورد میزان فعالیت آنزیم SODحاکی از وجود اختلاف معنی دار بین گروه های 2 و 3 و 4 با گروه کنترل می باشد (001/0 >p در هر سه مورد) هر چند بین گروه های 3 (002/0 = p) و 4 (016/0 = (p با گروه کنترل هم از نظر آماری تفاوت وجود دارد ولی گروه های درمان شده با نیاسین (3 و 4) هیچ گونه اختلاف معنی داری با یکدیگر ندارند (05/0 < p).
در رابطه با میزان MDAباید گفت هر چند کاهش معنی داری برای گروه های 2 و 3 و 4 در مقایسه با گروه کنترل وجود دارد (001/0 >p ) ولی تفاوت آماری محسوس و معنی داری بین گروه های 2 و 4 همچنین گروه های 3 و 4 با یکدیگر وجود ندارد (05/0< .(p

جدول 4-4: میزان فعالیت آنزیم (U/mg)SOD و (nmol/ml) MDA (میانگین ± انحراف معیار) در گروه های مختلف
گروه ها

پارامتر
کنترل (1)
هیپرلیپیدمیک (2)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز رایج نیاسین (3)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز بالای نیاسین (4)
فعالیت آنزیم SOD(U/mg)
a21/0±77/12
b20/0±86/14
c35/0±60/15
c,d53/0±55/15
MDA(nmol/ml)
a2/0±3/2
b07/0±7/1
c1/0±5/1
bوc 1/0±7/1
حروف غیر همنام برای نشان دادن اختلاف معنی دار (05/0 (p<و حرف همنام برای نشان دادن عدم وجود اختلاف معنی دار (05/0< (p بین گروه ها به کار رفته است.

4-4- میزان درصد خاکستر
نتایج موجود در جدول 5-4 نشان می دهد که هیچ گونه تفاوت آماری معنی داری بین گروه های مختلف وجود ندارد (05/0< .(p
جدول 5-4: میزان درصد خاکستر (%) (میانگین ± انحراف معیار) در گروه های مختلف
گروه ها

پارامتر
کنترل (1)
هیپرلیپیدمیک (2)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز رایج نیاسین (3)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز بالای نیاسین (4)
درصد خاکستر
8/6±1/59
4/1±8/59
1/1±7/59
3/0±4/60
5-4- وزن موش ها در اول و پایان دوره
همانطور که در جدول 5-4 آورده شده است تفاوت آماری معنی داری بین وزن موش ها در اول و نیز پایان دوره دیده نشد.

جدول 6-4: وزن موش ها در اول و پایان دوره (g) (میانگین ± انحراف معیار) در گروه های مختلف
گروه ها
پارامتر
کنترل (1)
هیپرلیپیدمیک (2)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز رایج نیاسین (3)
هیپرلیپیدمیک درمان شده با دوز بالای نیاسین (4)
وزن موش ها اول دوره ((g
2/11±2/140
13±1/153
2/9±8/153
5/12±6/156
وزن موش ها پایان دوره (g)
2/15±183
7/8±2/193
16±1/178
5/17±2/171

فصل پنجم
بحث و نتیجه گیری

همانگونه که پیش از این در بخش نتایج بدان اشاره شد، استفاده از جیره غذایی پر چرب در موش های صحرایی منجر به ایجاد هیپرکلسترولمی واضح در گروه های درمان شده پس از 15 روز مصرف این جیره گردید هر چند که تفاوت معنی داری در میزان تری گلیسرید ایجاد ننمود. در پایان دوره نیز، موش های گروه 2 همچنان دچار حالت هیپرکلسترولمیک بودند و همان گونه که انتظار می رفت تجویز نیاسین در هر دو دوز موجب کاهش معنی دار میزان کلسترول تام سرمی در مقایسه با گروه 2 شد و حتی توانست آن را به سطح گروه کنترل برساند. در این زمان نیز میزان تری گلیسرید سرمی تفاوت معنی داری میان گروه های مختلف نشان نداد.
استئوبلاست ها و استئوکلاست ها قادر به سنتز درون زاد کلسترول از مسیر موالونات هستند و در ضمن کلسترول را از لیپوپروتئین های موجود در گردش خون جذب می کنند. بنابراین کنترل غلظت کلسترول در این سلول ها ناشی از ایجاد توازن میان فرآیندهای متابولیک داخل سلولی و نیز تنظیم غلظت کلسترول بدن است. علیرغم وجود ساز و کارهای دقیق و پیشرفته برای تنظیم غلظت کلسترول در استئوبلاست ها و استئوکلاست ها، اختلال در مسیرهای سنتز کلسترول درون زاد، خروج نامناسب کلسترول از داخل سلول و یا تغییر در غلظت کلسترول سرمی می تواند موجب اختلال در هومئوستاز کلسترول در این سلول ها شود. این امر می تواند باعث تغییر در پاسخ سلول نسبت به فاکتورهای رشد اختصاصی و سایتوکین ها شده و روی توانایی سلول های استخوانی در تمایز، بلوغ و تثبیت استخوان تاثیر بگذارد (pelton و همکاران، 2012). در واقع شواهد اپیدمیولوژیک حاکی از آن هستند که افزایش غلظت کلسترول سرم یک فاکتور خطر برای ابتلا به استئوپوروز به شمار می رود (Burnett and Vasikaran، 2002؛ Masse و همکاران، 2005).
در پژوهش انجام شده توسط peltonو همکاران در سال 2012، تراکم استخوان های کورتیکال و ترابکولی در موش هایی که به مدت چهار ماه با جیره پرچرب و با کلسترول بالا تغذیه شده بودند در مقایسه با موش های کنترل که جیره ایزوکالریک کم چرب و کم کلسترول را دریافت می کردند، کاهش معنی داری نشان داد. همچنین موش های هیپرکلسترولمیک دچار اختلال در شاخصه های مکانیکی استخوان شده بودند و استئوکلاستوژنز در این موش ها به شدت افزایش یافته بود. همسو با این پژوهش، You و همکاران در سال 2011 نشان دادند که استفاده از جیره پرچرب در موش های صحرایی به مدت سه ماه علاوه بر هیپرکلسترولمی، سبب کاهش تراکم استخوان ران و نیز میزان استئوکلسین سرمی شده و میزان CTX سرمی را به طور محسوسی افزایش می دهد. این پژوهشگران همچنین گزارش کردند که کلسترول در شرایط برون تنی، تمایز و تکثیر استئوبلاست ها را کاهش
می دهد.
همان گونه که در بخش نتایج به آن اشاره شد در پژوهش حاضر، مصرف جیره پرچرب توسط موش های صحرایی، علی رغم ایجاد هیپرکلسترولمی واضح، تاثیر قابل توجهی بر میزان شناساگرهای متابولیسم استخوان شامل CTX (شناساگر مربوط به تحلیل استخوان) و PINP (شناساگر مربوط به ساخت استخوان) در مقایسه با گروه کنترل نداشت. چنین به نظر می رسد که دلیل عدم همخوانی یافته های ما با یافته های قبلی، تفاوت در شرایط آزمون از جمله طول دوره مصرف جیره پرچرب باشد. در مطالعه حاضر طول دوره درمان به صورت تحت حاد در نظر گرفته شده بود حال آنکه در پژوهش های پیشین که بدان اشاره شد مصرف جیره پرچرب به صورت تحت مزمن یا مزمن انجام پذیرفته است. همچنین در پژوهش حاضر درصد خاکستر استخوان در گروه های مختلف تفاوت آماری معنی داری نشان نداد که به نظر می رسد این امر نیز مرتبط با کوتاه بودن طول دوره دریافت جیره پرچرب باشد.
در ضمن تاثیر نیاسین بر شناساگرهای متابولیسم استخوان و درصد خاکستر آن چه در دوزاژ رایج و چه در دوزاژ بالا معنی دار نبود.
پژوهش ها در زمینه تاثیر نیاسین بر استخوان محدود است. Johnson و همکاران در سال های 1992 و 1995 گزارش کردند که مصرف نیاسین در مقادیر بالا به عنوان یک مکمل غذایی در مرغ ها همراه با ایجاد عوارض استخوانی و افزایش احتمال شکستگی در استخوان تیبیا بوده است. همچنین در پژوهش انجام شده توسط اخوان طاهری تجویز mg/kg 200 نیاسین، سبب شدت گرفتن استئوپوروز القا شده با گلوکوکورتیکوئید در استخوان ران موش های صحرایی شد. در این مورد هم تفاوت در شرایط آزمون ها، می تواند به عنوان مهمترین دلیل بروز تفاوت در نتایج پژوهش حاضر و پژوهش های قبلی باشد. در کل از پژوهش حاضر چنین برداشت می شود که تجویز نیاسین دست کم در کوتاه مدت موجب تشدید عوارض استخوانی مربوط هیپرکلسترولمی بر روی استخوان نمی شود.
در پژوهش حاضر القای هیپرکلسترولمی در موش های صحرایی موجب افزایش معنی دار میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز استخوان در مقایسه با گروه کنترل شد. هر چند در زمینه تاثیر هیپرکلسترولمی بر میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز استخوان پژوهشی در دسترس نیست، اما گزارشهای متفاوتی درباره تاثیر هیپرکلسترولمی بر فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز در بافت های دیگر وجود دارد. از آن جمله در پژوهشی که در سال 2012 توسط Nwichi و همکاران انجام شد، القای هیپرکلسترولمی در موش های صحرایی به دنبال مصرف جیره پر کلسترول به مدت 8 هفته، باعث افزایش معنی دار فعالیت SOD و نیز میزان MDA در کبد و قلب شد.
اما Boobalan و همکاران در سال 2012 گزارش کردند که مصرف جیره پر چرب در موش های صحرایی به مدت 30 روز موجب کاهش معنی دار فعالیت SODدر اریتروسیت ها، کبد، کلیه و آئورت همراه با افزایش میزان فراورده های مربوط به پر اکسید شدن لیپید ها می شود. ممکن است دلیل تفاوت در تاثیر القای هیپرلیپیدمی بر فعالیت SOD و میزان MDA، مربوط به شدت هیپرکلسترولمی و روش القای آن باشد که در پژوهش های مختلف، با یکدیگر تفاوت دارند. چنین به نظر می رسد که در پژوهش حاضر، افزایش فعالیت SOD منجر به کاهش میزان MDA در گروه 2 شده است و نقشی جبرانی در این زمینه داشته است.
در مطالعه ما، اضافه کردن نیاسین حتی سبب افزایش بیشتری در میزان فعالیت SOD شد چنانکه میزان فعالیت این آنزیم در موش های صحرایی گروه های 3 و 4 به نحو محسوسی بالاتر از گروه 2 بود. اگر چه گروه های 3 و 4 در این زمینه تفاوت معنی داری نداشتند ولی میزان این پارامتر در گروه 3 کمی بیشتر از گروه 4 بود. در مورد میزان MDA باید گفت که تجویز نیاسین در دوزاژ رایج موجب کاهش معنی دار میزان MDA در گروه 3 نسبت به گروه 2 شد. افزایش شدید فعالیت SOD و کاهش میزان MDA در گروه 3 نسبت به گروه 2 حاکی از تاثیر مناسب نیاسین به ویژه در دوزاژ رایج آن بر پارامتر های تنش اکسیداتیو در استخوان است.
در پژوهش صورت گرفته توسط Hamoud و همکاران در سال 2013 نشان داده شد تجویز نیاسین در بیماران دچار هیپرکلسترولمی موجب کاهش تنش اکسیداتیو در این بیماران می شود.
باید گفت که نشان داده شده است که نیاسین دارای اثرات آنتی اکسیدان و ضد التهاب قوی است. نیاسین به عنوان پیش ساز ساخت NAD+ عمل می کند و موجب افزایش غلظت NAD+ در سلول می شود در ضمن بیان آنزیم گلوکز 6 فسفات دهیدروژناز را افزایش می دهد. این آنزیم نقش کلیدی در مسیر پنتوز فسفات دارد که یک مسیر اصلی برای تولید NAD(P)H است. افزایش ذخیره NAD(P)H سلول موجب کاهش میزان ROS می شود زیرا ظرفیت احیای سلول را افزایش می دهد، آنزیم های آنتی اکسیدان مانند کاتالاز و گلوتاتیون ردوکتاز را در فرم فعال نگه داشته و اکسیدازهای تولید کننده ROSرا مهار می نماید )‍Cao and Li، 2000؛ Harris و همکاران، 1999).
در کل از پژوهش حاضر چنین بر می آید که تجویز نیاسین به صورت کوتاه مدت و در دوزاژ رایج اثرات مطلوب قابل توجهی بر پارامترهای تنش اکسیداتیو در استخوان موش های صحرایی هیپرکلسترولمیک دارد بدون اینکه تاثیر محسوسی بر شناساگرهای متابولیسم استخوان داشته باشد.

فهرست منابع و مآخذ
منابع فارسی:

اخوان طاهری، ر، 1390. ارزیابی تاثیر نیاسین بر ایجاد استئوپوروز ثانویه و استئونکروز ناشی از متیل پردنیزولون در موش صحرایی با استفاده از پارامترهای هیستومورفومتریک استخوان. پایان نامه برای دریافت درجه دکترای حرفه ای دامپزشکی از دانشگاه شیراز .

منابع انگلیسی:

1. Barter P (2006). Options for therapeutic intervention: How effective are the different agents? Euro Heart J Sup. 8: 47-53.
2. Barter P, Gotto AM, Larosa JC, Maroni J, Szarek M, Grundy SM, Kastelein JJ, Bittner V (2007). HDL cholesterol, very low levels of LDL cholesterol, and cardiovascular events. New England J Med. 357 (13): 1301-1310.
3. Benjo AM, Maranhao RC, Coimbra SR, Andrade AC, Favarat D, Molina MS, Brandizzi LI, Da Luz PL (2006). Accumulation of chylomicron remnants and impaired vascular reactivity occur in subjects with isolated low HDL cholesterol: Effects of niacin treatment. Atherosclerosis. 187 (1): 116-122.
4. Benyo Z, Gille A, Bennett CL, Clausen BE, Offermanns S (2006). Nicotinic acid-induced flushing is mediated by activation of epidermal langerhans cells. Mol Pharmacol. 70 (6): 1844-1849
5. Benyo Z, Gille A, Kero J, Csiky M, Suchánkova MC, Nüsing RM, Moers A, Pfeffer K (2005). GPR109A (PUMA-G/HM74A) mediates nicotinic acid-induced flushing. J Clin Investig.115 (12): 3634-3640.
6. Bolkent S, Yanardag R, Bolkent S, Döger MM (2004). Beneficial effects of combined treatment with niacin and chromium on the liver of hyperlipemic rats. Biol Trace Elem Res. 101(3):219-229.
7. Bones (2012). High cholesterol or hyperlipidemia. Med. Clin North Am. 78(1):117-141.
8. Boobalan R, Murugesan S, Gopal S. (2012). Veratric acid ameliorates hyperlipidemia and oxidative stress in Wistar rats fed an atherogenic diet. Mol Cell Biochem. 366:21-30.
9. Briot K (2012). Drug-induced osteoporosis. Rev Prat. 62(2):187-192.
10. Burnett JR and Vasikaran SD (2002). Cardiovascular disease and osteoporosis: is there a link between lipids and bone? Ann Clin Biochem, 39: 203-210.
11. Canner PL, Berge KG, Wenger NK (1986). Fifteen year mortality in Coronary Drug Project patients: long-term benefit with niacin. J. Am. Coll. Cardiol. 8 (6): 1245-1255.
12. Cao Z, Li Y (2000).Chemical induction of cellular antioxidants affords marked protection against oxidative injury in vascular smooth muscle cells. Biochem Biophys Res Commun 292: 50-57.
13. Capuzzi DM, Morgan JM, Brusco OA, Intenzo CM (2000). Niacin dosing: relationship to benefits and adverse effects. Curr Atheroscler Rep. 2 (1): 64-71.
14. Christenson RH (1997). Biochemical markers of bone metabolism: an overview. Clin Biochem. 30(8):573-593.
15. Cox M, Lehninger A, Nelson D. (2000). Lehninger principles of biochemistry. New York: Worth Publishers. ISBN 1-57259-153-6.
16. Delmas PD (1993). Biological markers of bone metabolism. Presse Med. 22(6):263-268.
17. Digby JE, McNeill E, Dyar OJ, Lam V, Greaves DR, Choudhury RP (2010). Anti-inflammatory effects of nicotinic acid in adipocytes demonstrated by suppression of fractalkine, RANTES, and MCP-1 and upregulation of adiponectin. Atherosclerosis. 209 (1): 89-95.
18. Eastell R, Hannon RA (2008). Biomarkers of bone health and osteoporosis risk. Proc Nutr Soc. 67(2):157-162.
19. Fahmy SR and Soliman AM. (2009). Oxidative stress as a risk factor of osteoporotic Model induced by vitamin A in Rats. Aust. J. Basic & Appl. Sci. 3(3): 1559-1568.
20. Filaire E, Toumi H (2012). Reactive oxygen species and exercise on bone metabolism: friend or enemy? Joint Bone Spine. 79(4):341-346.
21. Fitzpatrick LA (2002). Secondary causes of osteoporosis. Mayo Clin Proc. 77(5):453-468.
22. Ganji SH, Kamanna VS, Kashyap ML (2003). Niacin and cholesterol: role in cardiovascular disease. J Nutr Biochem. 14(6):298-305.
23. Gass Jd (2003). Nicotinic acid maculopathy. Retina (Philadelphia, pa.) 23 (6 Suppl): 500-510.
24. Gems D, Partridge L (2008). Stress-response hormesis and aging: that which does not kill us makes us stronger. Cell Metab. 7 (3): 200-203.
25. Gille A, Bodor ET, Ahmed K, Offermanns S (2008). Nicotinic acid: Pharmacological effects and mechanisms of action. Ann Rev Pharmacol and toxicol. 48: 79-106.
26. Gustafson, B (2010). Adipose tissue, inflammation and atherosclerosis. J atherosclerosis and thrombosis. 17 (4): 332-341.
27. Guyton JR (2007). Niacin in cardiovascular prevention: mechanisms, efficacy, and safety. Curr Opin Lipidol. 18(4):415-20.
28. Halliwell B (2007). Oxidative stress and cancer: have we moved forward? Biochem. J. 401 (1): 1-11.
29. Hamoud S, Kaplan M, Meilin E, Hassan A, Torgovicky R, Cohen R, Hayek T (2013). Niacin administration significantly reduces oxidative stress in patients with hypercholesterolemia and low levels of high-density lipoprotein cholesterol. Am J Med Sci. 345(3):195-199.
30. Hanson J, Gille A, Zwykiel S, Lukasova M, Clausen BE, Ahmed K, Tunaru S, Wirth A (2010). Nicotinic acid and monomethyl fumarate-induced flushing involves GPR109A expressed by keratinocytes and COX-2-dependent prostanoid formation in mice. J Clin Investig.120 (8): 2910-2919.
31. Harris CM, Sanders SA, Massey V (1999). Role of the flavin midpoint potential and NAD binding in determining NAD versus oxygen reactivity of xanthine oxidoreductase. J Biol Chem 274: 4561-4569.
32. Helmberg A, (2009). Bone metabolism. Am J Gastroenterol. 119 (3): 391-398.
33. Hofbauer LC, Hamann C, Ebeling PR (2010). Approach to the patient with secondary osteoporosis. Eur J Endocrinol. 162(6):1009-1020.
34. Insogna KL (2009). The effect of proton pump-inhibiting drugs on mineral metabolism. Am J Gastroenterol. 104 (Suppl 2):S2-4.
35. Ishii N and Nishihara Y (1981). Pellagra among chronic alcoholics: Clinical and pathological study of 20 necropsy cases. J Neurol, Neurosur, and Psychi. 44 (3): 209-215.
36. Jacob RA, Swendseid ME, McKee RW, Fu CS, Clemens RA (1989). Biochemical markers for assessment of niacin status in young men: urinary and blood levels of niacin metabolites. J. Nutr. 119 (4): 591-598.
37. Jacobson EL (2007). "Niacin".Poult Sci. 69(3):1068-1095.
38. Johnson NE, Harland BF, Ross E, Gautz L, Dunn MA (1992 ). Effects of dietary aluminum and niacin on chick tibiae. Poult Sci. 71(7):1188-1195.
39. Johnson NE, Qiu XL, Gautz LD, Ross E (1995). Changes in dimensions and mechanical properties of bone in chicks fed high levels of niacin. Food Chem Toxicol. 33(4):265-271
40. Kamanna VS, Ganji SH, Kashyap ML (2009). Niacin: an old drug rejuvenated. Curr Atheroscler Rep. 11(1):45-51.
41. Kamanna VS, Ganji SH, Kashyap ML (2013). Recent advances in niacin and lipid metabolism. Curr Opin Lipidol. 24(3):239-245.
42. Kamanna VS, Kashyap ML (2000). Mechanism of action of niacin on lipoprotein metabolism. Curr Atheroscler Rep. 2(1):36-46.
43. Kamanna VS, Kashyap ML (2007). Nicotinic acid (niacin) receptor agonists: will they be useful therapeutic agents? Am J Cardiol. 100(11 A):S53-61
44. Kamanna VS, Kashyap ML (2008). Mechanism of action of niacin. Am J Cardiol. 101 (8A): 20B-26B.
45. Kamanna VS, Vo A, Kashyap ML (2008). Nicotinic acid: Recent developments. Curr Opin Cardiol. 23 (4): 393-398.
46. Katzung B (2006). Basic and clinical pharmacology. New York: McGraw-Hill Medical Publishing Division. ISBN 0-07-145153-6.
47. Keith Parker; Laurence Brunton; Goodman, Louis Sanford; Lazo, John S.; Gilman, Alfred (2006). Goodman & Gilman's the pharmacological basis of therapeutics. New York: McGraw-Hill. ISBN 0-07-142280-3.
48. Knip M, Douek IF, Moore WP (2000). Safety of high-dose nicotinamide: a review. Diabetol. 43 (11): 1337-1345.
49. Knopp RH, Alagona P, Davidson M, Goldberg AC, Kafonek SD, Kashyap M, Sprecher D, Superko HR (1998). Equivalent efficacy of a time-release form of niacin (Niaspan) given once-a-night versus plain niacin in the management of hyperlipidemia. Metabolism: Clin and experimental. 47 (9): 1097-1104.
50. Lacativa PG and Farias ML (2010). Osteoporosis and inflammation. Arq Bras Endocrinol Metabol. 54(2):123-132.
51. Lai E, De Lepeleire I, Crumley TM, Liu F, Wenning LA, Michiels N, Vets E, O'Neill G (2007). Suppression of niacin-induced vasodilation with an antagonist to prostaglandin D2 receptor subtype 1. Clin pharmacol and therapeutics. 81 (6): 849-857.
52. Lukasova M, Hanson J, Tunaru S, Offermanns S (2011). Nicotinic acid (niacin): New lipid-independent mechanisms of action and therapeutic potentials. Trends pharmacol Sci. 32 (12): 700-707
53. Lukasova M, Malaval C, Gille A, Kero J, Offermanns S (2011). Nicotinic acid inhibits progression of atherosclerosis in mice through its receptor GPR109A expressed by immune cells. J Clin Investig.121 (3): 1163-1173
54. Maciejewski-Lenoir D, Richman JG, Hakak Y, Gaidarov I, Behan DP, Connolly DT (2006). Langerhans cells release prostaglandin D2 in response to nicotinic acid. J Investig dermatol. 126 (12): 2637-2646.
55. Mackay D, Hathcock J, Guarneri E (2012). Niacin: chemical forms, bioavailability, and health effects. Nutr Rev. 23 (4): 393-398.
56. Malik S and Kashyap ML (2003). Niacin, lipids, and heart disease. Curr Cardiol Rep. 5(6):470-6.
57. Masse PG, Tranchant CC, Dosy J, Donovan SM (2005). Coexistence of osteoporosis and cardiovascular disease risk factors in apparently healthy, untreated postmenopausal women. Int J Vitam Nutr Res. 75: 97-106.
58. Mazziotti G, Canalis E, Giustina A (2010). Drug-induced osteoporosis: mechanisms and clinical implications. Am. J. Med. 123(10):877-84.
59. ME (2005). Taking aim at HDL-C. Raising levels to reduce cardiovascular risk. Postgrad Med .117 (4): 29-30.
60. Meyers CD, Kamanna VS, Kashyap ML (2004). Niacin therapy in atherosclerosis. Curr Opin Lipidol. 15(6):659-65.
61. Miller PD (2012). Unrecognized and unappreciated secondary causes of osteoporosis. Endocrinol Metab Clin North Am. 41(3):613-28.
62. Moore D (2013). Normal Bone Metabolism. Clin. Calcium. 19(8):1075-1082.
63. Muthusami S, Ramachandran I, Muthusamy B, Vasudevan G, Prabhu V, Subramaniam V, Jagadeesan A, Narasimhan S (2005). Ovariectomy induces oxidative stress and impairs bone antioxidant system in adult rats. Clin Chim Acta. 360(1-2):81-86.
64. Nijs J, Meeus M, De Meirleir K (2006). Chronic musculoskeletal pain in chronic fatigue syndrome: recent developments and therapeutic implications. Man Ther. 11 (3): 187-191.
65. Nwichi SO, Adewole EK, Dada AO, Ogidiama O, Mokobia OE, Farombi EO (2012).Cocoa powder extracts exhibits hypolipidemic potential in cholesterol-fed rats. Afr J Med Med Sci. 41:39-49.
66. O'Connell M, Borgelt L, Bowles S, Sheryl F (2010). Drug-induced osteoporosis in the older adul t. Am J Cardiol.6(4):501-518
67. Oduho GW, Han Y, Baker DH (1994). Mar Iron deficiency reduces the efficacy of tryptophan as a niacin precursor. Arch Biochem and Bioph 54 (2): 558-559.
68. Papaliodis D, Boucher W, Kempuraj D, Michaelian M, Wolfberg A, House M, Theoharides TC (2008). Niacin-induced "flush" involves release of prostaglandin D2 from mast cells and serotonin from platelets: evidence from Human Cells in Vitro and an Animal Model. J Pharmacol Exp Ther. 327 (3): 665-672.
69. Pater A and Odrowąż-Sypniewska G (2011). Alterations of bone metabolism in children and adolescents with diabetes mellitus type 1. Pediatr Endocrinol Diabetes Metab. 17(3):158-61.
70. Pelton K, Krieder J, Joiner D, Freeman MR, Goldstein SA, Solomon KR (2012). Hypercholesterolemia promotes an osteoporotic phenotype. Am J Pathol. 181(3):928-36.
71. Plaisance EP, Lukasova M, Offermanns S, Zhang Y, Cao G, Judd RL (2009). Niacin stimulates adiponectin secretion through the GPR109A receptor. American journal of physiology. Endocrinol and Met. 296 (3): E549-558.
72. Polymeris A, Michalakis K, Sarantopoulou V (2013). Secondary osteoporosis – an endocrinological approach focusing on underlying mechanisms. Endocr Regul. 47(3):137-48.
73. Rosenson R (2013). Patient information: High cholesterol and lipids (hyperlipidemia). J Clin Lipidol. 3(3):101-114.
74. Ruparelia N, Digby JE, Choudhury RP (2011). Effects of niacin on atherosclerosis and vascular function. Curr Opin Cardiol. 26(1):66-70.
75. Saadi N (2008). Anti hyperlipidemic Drugs. J Clin Lipidol. 4 (2): 105-112.
76. Sharma A, Sharma A, Bahadur N, Vimala A, Satyam S (2006). Oxidative stress markers and antioxidant levels innormal pregnancy and pre-eclampsia. Free Radic Biol Med. 49(7):1147-1151.
77. Singh N, Dhalla AK, Seneviratne C, Singal PK (1995). Oxidative stress and heart failure. Mol and Cell Biochem 147 (1): 77-81.
78. Soga T, Kamohara M, Takasaki J, Matsumoto S, Saito T, Ohishi T, Hiyama H, Matsuo A (2003). Molecular identification of nicotinic acid receptor. Biochem and Biophys Res comm. 303 (1): 364-369.
79. Stone NJ (1994). Secondary causes of hyperlipidemia. Med Clin North Am. 78(1):117-141.
80. Valko M, Leibfritz D, Moncol J, Cronin MTD, Mazur M, Telser J (2007). Free radicals and antioxidants in normal physiological functions and human disease. Int J Biochem & Cell Biol. 39 (1): 44-84.
81. Vasikaran S, Eastell R, Bruyère O, Foldes AJ, Garnero P, Griesmacher A, McClung M, Morris HA, Silverman S, Trenti T, Wahl DA, Cooper C, Kanis JA; IOF-IFCC Bone Marker Standards Working Group ( 2011). Markers of bone turnover for the prediction of fracture risk and monitoring of osteoporosis treatment: a need for international reference standards. Med Clin North Am. 76(1):126-140.
82. Vergopoulos A, Knoblauch H, Schuster H (2002). DNA testing for familial hypercholesterolemia: improving disease recognition and patient care. Am J Pharmacogenomics. 2(4):253-262.
83. Villines TC, Kim AS, Gore RS, Taylor AJ (2012). Niacin: The evidence, clinical use, and future directions. Curr Atheroscler Rep. 14 (1): 49-59.
84. Wan P, Moat S, Anstey A (2011). Pellagra: A review with emphasis on photosensitivity. British J dermatol. 164 (6): 1188-1200.
85. Wauquie F, Leotoing L, Coxam V, Guicheux J, Wittrant Y (2009). Oxidative stress in bone remodelling and disease. Trends Mol Med. 15(10):468-477.
86. Weng MY, Lane NE (2007). Medication-induced osteoporosis. Curr Osteoporos Rep. 5(4):139-145.
87. Westphal S, Luley C (2008). Preferential increase in high-molecular weight adiponectin after niacin. Atherosclerosis 198 (1): 179-183
88. Wu B, Charlton F, Witting P, Barter PJ, Rye KA (2010). Evidence that niacin inhibits acute vascular inflammation and improves endothelial dysfunction independent of changes in plasma lipids. Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biol. 30 (5): 968-975.
89. Yang YX (2008). Proton pump inhibitor therapy and osteoporosis. Curr Drug Saf. 3(3):204-209.
90. You L, Sheng ZY, Tang CL, Chen L, Pan L, Chen JY (2011). High cholesterol diet increases osteoporosis risk via inhibiting bone formation in rats. Acta Pharmacol Sin. 32(12):1498-1504.
91. Zieve D (2012), Familial combined hyperlipidemia.U.S. National Library of Medicine. 33(1):91-112.

1-flushing
1- coronary artery disease
2- atherosclerosis
1-tiger heart
2-carotid artery disease
1- familial chylomicronemia
2- familial hyper cholestrolemi
3- familial hyper triglyceridemia
4- familial mixed hyper triglyceridemia
1- a-blocker drugs
2- B-blocker drugs
1-non HDL-c level
2-apo lipo protein B100 test
1- high sensitivity-CRP
2- lipo-protein associated phospholipase A2

1- hydroxy-methyl glutaryl coenzyme A reductase inhibitors
2- atorvastatin
3- flovastatin
4- lovastatin
5- provastatin
6- simvastatin
7- fibrates
1- gemfibrozil
2-fenofibrate
3-fenofibric acid
4-peroxisome proliferator activated receptor) α PPARα)
5- bile acid sequestrants
6- cholestyramine
7- colestipol
8- colesevelam
1- cholestrol absorption inhibitors
2- ezetimibe
1-nicotinamide
2-inosital hexa nicotinate
3-Proton pump inhibitors
1- hydroxy carboxylic acid
2- diacyl glycerol acyl transferase-2
3- vascular cell adhesion molecul- l
1- protein1 chemotatic monocyte
2-adiponectine
3- laropiprant
1- nicotinuric acid
2- maculopathy
3- osteon or Haversian system
1- receptor activator of nuclear factor kappa- ligand
1- osteoprotegerin
2-insulin-like growth factor 1
1- N-telopeptide of collagen 1
2- carboxy terminal. cross linking region of collagen 1
3- serum tartrate-resistant acid phosphatase
4- serum cathepsin
1- bone density
2- dual energy x-ray absorptiometery
3- T- score
4- quantitative computed tomography
1- reactive oxygen species
1-RANSOD kit
58- xanthine
59- xanthine oxidase
60- formazan
—————

————————————————————

—————

————————————————————

ا